Fitochrom

Fitochrom jest fotoreceptorem, barwnikiem używanym przez rośliny w reakcjach na światło lub jego brak. Maksimum absorpcji barwnika przypada na długości fal odpowiadające światłu czerwonemu i dalekiej czerwieni. Wiele roślin wykorzystuje fitochrom do określenia czasu odpowiedniego na kwitnięcie poprzez określenie dnia i nocy. Zmiany w zawartości poszczególnych form fitochromu pozwalają regulować reakcje związane z cyklem dobowym. Fitochrom reguluje również kiełkowanie nasion, wzrost wydłużeniowy siewek, wielkość i kształt liści, syntezę chlorofilu oraz prostowanie się hipokotyli lub epikotyli siewek roślin dwuliściennych. Cząsteczka fitochromu jest chromoproteiną, składa się z części białkowej połączonej z barwnikiem.

Fitochrom zawiera większość roślin, w tym wszystkie rośliny wyższe, a barwniki o bardzo podobnej budowie wykryto także u bakterii.

Reakcje roślin będące odpowiedzią na zmiany światła w zakresie spektrum niebieskiego i ultrafioletu regulowane są przez receptory należące do kryptochromów i fototropin.

Formy fitochromu

Dwie hipotezy dotyczące przekształceń fitochromu zachodzących podczas absorpcji światła. (P_R - Forma absorbująca światło czerwone, P_FR - Forma absorbująca w dalekiej czerwieni, B - Białko). Po lewej - odłączenie H⁺ ^[1]. Po prawej - tworzenie formy zbliżonej do chlorofilu ^[2].

Podstawową formą fitochromu jest forma absorbująca światło w zakresie czerwieni. Maksimum absorpcji przypada na długości fal: 650–670 nm. Ta forma fitochromu dla ludzkiego oka posiada barwę turkusowoniebieską. Pochłaniając kwanty światła czerwonego forma P_R przekształca się w formę P_FR, która wykazuje maksimum absorpcji w tzw. dalekiej czerwieni (długości fal 705-740 nm). Ta forma fitochromu dla oka ludzkiego posiada kolor zielonkawy. Pochłanianie kwantów energii przez formę P_FR powoduje jej przekształcenie do formy P_R. Fitochrom pochłaniając odpowiedniej długości fale elektromagnetyczne przekształca się w jedną z form, a reakcja jest odwracana przez inną długość fali.

Biochemia i działanie fitochromu

Chemicznie fitochrom składa się z grupy chromoforowej w postaci pojedynczego, otwartego łańcucha czterech pierścieni pirolowych związanych z białkiem. Grupa chromoforowa pochłaniając światło zmienia konformację chromoproteiny, powodując wzajemne przekształcanie dwóch form fitochromu.

Forma fitochromu P_FR zapoczątkowuje w komórce szereg reakcji, między innymi regulując ekspresję niektórych genów. Dokładny mechanizm regulacji metabolizmu komórki przez fitochrom nie został poznany. Forma P_R jest wytwarzana w cytozolu i tam pod wpływem światła przekształca się w formę P_FR, która przemieszczana jest do jądra komórkowego. Zjawisko to sugeruje bezpośredni udział fitochromu w regulacji ekspresji genów. Istnieje hipoteza, że fitochrom w formie P_FR służy jako kinaza wpływająca na aktywację czynników transkrypcyjnych.

Historia badań nad fitochromem

Fitochrom został odkryty przez Sterlinga Hendricks and Harry'ego Borthwick z USDA-ARS Beltsville Agricultural Research Center w Marylandzie w latach pięćdziesiątych ubiegłego stulecia. Wymienieni naukowcy korzystając ze spektrografu zbudowanego z pożyczonych i pozostałych po wojnie części odkryli, że światło czerwone jest bardzo efektywne w pobudzaniu kiełkowania nasion i wywoływaniu kwitnienia roślin. Reakcje na światło czerwone można było odwrócić przez oświetlenie roślin daleką czerwienią. Sam fitochrom został zidentyfikowany za pomocą spektroskopu przez biofizyka Warrena Butlera i biochemika Harolda Siegelmana w roku 1959. To właśnie Butler nadał nazwę fitochrom odkrytej chromoproteinie. W roku 1983 laboratoriach Petera Quaila i Clarka Lagariasa fitochrom został wyizolowany i oczyszczony, a w roku 1985 opublikowano sekwencję genu kodującego fitochrom.

W roku 1989 genetycy molekularni wykorzystując przeciwciała monoklonalne wykazali istnienie więcej niż jednej formy fitochromu. W roślinach grochu istnieje forma I obecna w siewkach rosnących w ciemności oraz forma II obecna w zielonych roślinach. Z sekwencjonowania genomu Arabidopsis wiadomo o istnieniu pięciu genów kodujących fitochrom (PHYA - E), u ryżu obecne są jedynie trzy formy (PHYA - C). Istnienie wielu genów kodujących fitochrom w licznych roślinach jedno i dwuliściennych, prawdopodobnie wiąże się z częstą u roślin poliploidalnością. W związku z tym kukurydza, na przykład, posiada sześć form fitochromu - phyA1, phyA2, phyB1, phyB2, phyC1 i phyC2. Każdy z tych fitochromów posiada inny komponent białkowy, jednak wszystkie posiadają tę samą grupę chromoforową. W późnych latach osiemdziesiątych XX wieku wykazano, że phyA jest degradowany z użyciem ubikwityny.

W roku 1996 w zsekwencjonowanym genomie sinicy Synechocystis zauważono istnienie genu o niewielkim podobieństwie do roślinnego fitochromu. Jon Hughes w Berlinie i Clark Lagarias na UC Davis wykazali, że gen ten rzeczywiście koduje barwnik nazwany (Cph1) o właściwościach fitochromu. Przypuszczalnie roślinny fitochrom powstał poprzez przeniesienie genu chloroplastowego do jądra.

Fitochrom został także znaleziony w komórkach innych prokariontów np. w Deinococcus radiodurans i Agrobacterium tumefaciens

U Deinococcus radiodurans fitochrom reguluje wytwarzanie barwników ochronnych, jakkolwiek u Synechocystis i Agrobacterium biologiczna rola tych barwników nie jest znana.

W roku 2005 laboratorium Vierstra i Forest Uniwersytetu w Wisconsin opublikowało trójwymiarową strukturę części fotoczułej fitochromu bakterii z rodzaju Deinococcus. Okazało się, iż łańcuch białkowy tworzy strukturę o nietypowej formie.

Wykorzystanie fitochromu w inżynierii genetycznej

Około roku 1989 kilka laboratoriów uzyskało rośliny transgeniczne, zawierające podwyższone ilości różnych fitochromów. We wszystkich przypadkach uzyskane rośliny miały krótkie łodygi i ciemnozielone liście. Harry Smith i współpracownicy na Uniwersytecie w Leicester w Wielkiej Brytanii wykazali, że zwiększona ekspresja fitochromu A, pochłaniającego daleką czerwień, powoduje zmianę reakcji na zacienienie rośliny. Efektem zmiany jest poświęcanie mniejszej ilości zasobów na wzrost na wysokość, a więcej na wzrost nasion i rozwijanie systemu korzeniowego. Efekt ten może być praktycznie wykorzystany na przykład na trawnikach gdzie trawa rosłaby wolniej i nie wymagałaby koszenia lub roślinach uprawnych, które więcej materiałów lokowałyby w częściach użytecznych a mniej energii poświęcały na wzrost części nadziemnej.

Przypisy

↑ Britz SJ., Galston AW. Physiology of Movements in the Stems of Seedling Pisum sativum L. cv Alaska : III. Phototropism in Relation to Gravitropism, Nutation, and Growth.. „Plant physiology”. 2 (71), s. 313–318, luty 1983. PMID: 16662824.
↑ Walker TS., Bailey JL. Two spectrally different forms of the phytochrome chromophore extracted from etiolated oat seedlings.. „The Biochemical journal”. 4 (107), s. 603–5, kwiecień 1968. PMID: 5660640.

Bibliografia

http://www.ars.usda.gov/is/timeline/light.htm
https://web.archive.org/web/20161126175726/http://www.mobot.org/jwcross/duckweed/phytochrome.htm#tetrapyrrole
https://web.archive.org/web/20120214231036/http://ucce.ucdavis.edu/files/filelibrary/616/17562.htm
Terry and Gerry Audesirk. Biology: Life on Earth.
Linda C Sage. A pigment of the imagination: a history of phytochrome research. Academic Press 1992. ISBN 0-12-614445-1

[1] Britz SJ., Galston AW. Physiology of Movements in the Stems of Seedling Pisum sativum L. cv Alaska : III. Phototropism in Relation to Gravitropism, Nutation, and Growth.. „Plant physiology”. 2 (71), s. 313–318, luty 1983. PMID: 16662824.

[2] Walker TS., Bailey JL. Two spectrally different forms of the phytochrome chromophore extracted from etiolated oat seedlings.. „The Biochemical journal”. 4 (107), s. 603–5, kwiecień 1968. PMID: 5660640.

[1]

[2]