5
ÍNDICE
I.
INTRODUCCIÓN
9
II.
INSTALACIÓN DEL VIVERO
11
2.1
2.2
2.3
2.4
2.5
2.6
III.
3.1
3.2
3.3
3.4
3.5
IV.
TIPOS DE VIVEROS
SELECCIÓN DEL SITIO
ESTRUCTURAS
SISTEMA DE RIEGO
CONTENEDORES
SUSTRATOS
PRIORIZACIÓN Y SELECCIÓN DE ESPECIES
ESTADO DE CONSERVACIÓN DE LAS ESPECIES
FORMAS DE VIDA DE LAS PLANTAS
VALOR ECOLÓGICO DE LAS ESPECIES
IMPORTANCIA ECONÓMICA
NECESIDADES DE CONSERVACIÓN
PRODUCCIÓN DE PLANTAS
11
12
13
16
17
19
21
21
21
21
21
22
23
4.1 FASES DE CRECIMIENTO DE LAS PLANTAS
4.2 ABASTECIMIENTO DE SEMILLAS
4.3 MANEJO Y PROCESAMIENTO DE FRUTOS Y SEMILLAS
4.4 TRATAMIENTOS PREGERMINATIVOS Y SIEMBRA
4.5 RALEO Y REPIQUE
4.6 RIEGO
4.7 FERTILIZACIÓN
4.8 MICORRIZACIÓN
4.9 MANEJO SANITARIO
4.10 ENDURECIMIENTO
4.11 COSECHA Y TRANSPORTE
23
23
25
27
29
30
31
32
33
36
38
V.
40
FICHAS DE PROPAGACIÓN POR ESPECIE
5.1 ANACARDIACEAE
Molle (Schinus latifolius)
Muchi (Schinus montanus)
Huingán (Schinus polygamus)
Litre (Lithraea caustica)
43
43
45
47
49
5.2 ARECACEAE
Palma chilena (Jubaea chilensis)
51
51
6
5.3 ASTERACEAE
Proustia ilicifolia (Huañil)
54
54
5.4 BORAGINACEAE
Carbonillo (Cordia decandra)
56
56
5.5 BUDLEJACEAE
Matico (Buddleja globosa)
58
58
5.6 CELASTRACEAE
Maitén (Maytenus boaria)
60
60
5.7 CUPRESSACEAE
Ciprés de la cordillera (Austrocedrus chilensis)
63
63
5.8 ESCALLONIACEAE
Lun o Corontillo (Escallonia revoluta)
Lun (Escallonia myrtoidea)
68
68
70
5.9 FABACEAE
Algarrobilla (Balsamocarpon brevifolium)
Tara (Caesalpinea spinosa)
Mayú (Sophora macrocarpa)
Chañar (Geoffroea decorticans)
Culén (Otholobium glandulosum)
72
72
75
79
82
86
5.10 MIMOSACEAE
Espino (Acacia caven)
Algarrobo (Prosopis chilensis)
Algarrobo dulce (Prosopis flexuosa)
Algarrobo blanco (Prosopis alba)
89
93
97
101
5.11 MONIMIACEAE
Boldo (Peumus boldus)
106
106
5.12 NOTHOFAGACEAE
Hualo (Nothofagus glauca)
Roble Santiago (Nothofagus macrocarpa)
Roble (Nothofagus obliqua)
109
109
112
115
5.13 PROTEACEAE
Radal (Lomatia hirsuta)
118
118
5.14 ROSACEAE
Frangel (Kageneckia angustifolia)
Quillay (Quillaja saponaria)
120
120
122
7
5.15 SALICACEAE
Chin chin (Azara microphylla)
126
126
5.16 ZYGOPHYLLACEAE
Guayacán (Porlieria chilensis)
127
127
VI.
129
REFERENCIAS
8
9
I.
INTRODUCCIÓN
Las zonas áridas y semiáridas comprenden un complejo grupo de regiones naturales
distribuidas en los diferentes continentes. Si bien mantienen ciertas peculiaridades que las
diferencian de otros ecosistemas, dentro de ellas existe una gran diversidad.
En Chile las zonas áridas y semiáridas cubren una superficie aproximada de 16,5 millones
de hectáreas, distribuidas entre la cuenca del río Copiapó y la del río Itata, representando el 22%
de la superficie continental del país. Presentan características edafoclimáticas muy restrictivas
para los cultivos, con bajas tasas de supervivencia y pobres rendimientos limitando severamente
su productividad.
Al margen de lo dicho, en esta zona se encuentra una gran riqueza de especies leñosas
endémicas, concentrándose entre las Regiones de Coquimbo al Bío Bío, principalmente en la
Cordillera de la Costa (Figura 1). Ellas presentan un potencial natural y cultural para el desarrollo
sustentable (biodiversidad, biomasa, agua, suelo, etc.). No obstante, a pesar de ese potencial,
estas zonas han sufrido un acelerado proceso de degradación ambiental, particularmente durante
las últimas décadas.
Figura N° 1
DISTRIBUCIÓN APROXIMADA DE ESPECIES POR REGIÓN
(Fuente: Adaptado de Sandoval 2012)
En lo que respecta al ámbito económico y social, la repoblación forestal de zonas áridas y
semiáridas es un tema prioritario, situación que queda de manifiesto en las políticas de incentivos
estatales desarrolladas para la actividad forestal, las que se orientan preferentemente a pequeños
propietarios y terrenos degradados. Desde el punto de vista ambiental, la repoblación forestal es
una herramienta con usos potenciales para la restauración de ecosistemas degradados,
permitiendo cambios en la composición y estructura de la vegetación, revirtiendo un ambiente
degradado a una condición más cercana a la de su estado original. En este contexto, una de las
alternativas para la restauración y conservación de ecosistemas naturales es el empleo de
especies nativas.
10
Para la conservación y uso sustentable de los recursos genéticos forestales se requiere de
información técnica que oriente las acciones para estas materias. Al respecto, las técnicas de
viverización y producción de plantas son especialmente relevantes para apoyar labores de
enriquecimiento, recuperación y restauración de los bosques.
Dentro del marco del proyecto INNOVA 09CN14-9518 “Programa de Promoción y Uso
Sustentable de los Recursos Genéticos Forestales de Chile. Fase I: Zonas Áridas y Semiáridas”, se
elaboró el presente manual de propagación, donde se reúnen los antecedentes técnicos
necesarios para acometer las labores de propagación y viverización de aquellas especies
forestales, que en virtud de distintos criterios, han sido clasificadas como de interés prioritario o
secundario para efectos de conservación y uso sustentable en las zonas áridas y semiáridas de
Chile.
El presente manual pretende servir de referencia para iniciar programas de producción de
plantas en viveros forestales, tanto comunitarios como comerciales, que estén orientados a la
recuperación de áreas desforestadas. En su primera parte el manual describe los aspectos
generales que deben considerarse en el proceso de instalación de un vivero forestal y en el
manejo del mismo para realizar la producción de plantas, desde el aprovisionamiento de semillas
hasta el despacho final de las plantas. En su segunda parte, incluye una colección de fichas de
propagación de especies consideradas como prioritarias para su conservación y uso sustentable
en zonas de secano. En cada ficha se entrega una descripción de la especie, antecedentes de su
distribución, hábitat, fenología, estado de conservación y usos, los que se complementan con
información para su producción de plantas en vivero, fundamentalmente los relacionados con
características de las semillas, tratamientos pregerminativos, valores de germinación esperada, y
antecedentes para su viverización y propagación. Finalmente, se entregan antecedentes
obtenidos de estudios experimentales en laboratorio y vivero que verifican los protocolos
bibliográficos, complementando su información.
11
II.
INSTALACIÓN DEL VIVERO
Los viveros son terrenos en donde se cultivan las plantas en sus primeros estados de
desarrollo, desde que se encuentran como semillas hasta que germinan y alcanzan un tamaño
suficiente para poder ser llevadas al sitio de plantación (Benedetti y Perret, 1995).
En los proyectos de restauración y conservación, la función de un vivero es relevante para
obtener plantas de calidad, y con ello disminuir las probabilidades de mortalidad en el lugar de
plantación, asegurando así, su desarrollo y éxito en los proyectos de forestación.
En la naturaleza muchas de las semillas que produce una especie vegetal son consumidas
por los animales o se pierden, reduciendo la posibilidad de que la planta se reproduzca. Algunas
especies producen grandes cantidades de frutos y semillas, pero otras producen pocas y muy
esporádicamente. El manejo apropiado de semillas en el vivero garantiza que la mayor parte de
las semillas germinen, contribuyendo así a la conservación de la biodiversidad.
Los viveros de especies nativas ofrecen la ventaja de manejar especies locales, especies
amenazadas, poco comunes, muchas de ellas consideradas de poco valor comercial pero de gran
valor ecológico.
2.1. TIPOS DE VIVEROS
Según su duración los viveros se clasifican en permanentes o transitorios. Son
permanentes cuando se establecen por tiempo indefinido y, por lo tanto, necesitan de una
infraestructura básica como invernaderos, camas de germinación, un sistema de riego, bodega,
equipos y un plan de producción y manejo. Algunos de estos viveros alcanzan dimensiones muy
grandes, con altos niveles de tecnificación y altos costos para su mantenimiento y manejo. Son
temporales cuando se establecen por períodos cortos, generalmente cerca de los sitios de
plantación. Son viveros de apoyo, sitios de paso, de adaptación o para la producción de material
en pequeñas cantidades. Constan de estructuras sencillas y el costo de la instalación y el
mantenimiento es bajo, generalmente se establecen con materiales de la zona.
De acuerdo con el sistema de producción los viveros se clasifican en viveros a raíz desnuda
o en contenedor a raíz cubierta. Los primeros producen las plantas en platabandas, usando el
suelo del lugar, mientras que los segundos producen las plantas en un sustrato contenido en
recipientes (Figura 2). Estos recipientes pueden ser contenedores múltiples (como las bandejas o
speedling trays) o individuales (como los tubetes, bolsas u otros contenedores similares).
Según su estructura de producción los viveros pueden ser a cielo abierto o a cielo cubierto; a
su vez, estos últimos pueden hacer su producción bajo sombreadero, o en condiciones semi
controladas en invernadero.
12
A
B
C
Figura N° 2
SISTEMAS DE PRODUCCIÓN DE PLANTAS
(Fotografía: INFOR, 2012). (A) estacas de Pinus radiata a raíz desnuda; (B) Quillaja
saponaria a raíz cubierta en bolsas; (C) Nothofagus glauca a raíz cubierta en
contendores.
2.2. SELECCIÓN DEL SITIO
La selección del sitio para viveros que producen plantas en contenedores, en general
tiene menos restricciones que las requeridas para establecer un vivero a raíz desnuda, debido a
que se desarrollan en un sustrato artificial, y cuentan con estructuras y equipos que son capaces
de modificar el ambiente físico (Landis et al., 1995).
Entre los criterios para seleccionar el sitio para el establecimiento de un vivero se
distinguen factores críticos, que son aquellos esenciales para la operación exitosa de un vivero; y
factores secundarios, que pueden incrementar la eficiencia y economía de la operación del vivero
(Cuadro N° 1).
Cuadro N° 1
CRITERIOS PARA SELECCIONAR EL SITIO DE ESTABLECIMIENTO DE UN VIVERO
Factores Secundarios
Factores Críticos
Disponibilidad de luz (radiación solar)
Disponibilidad de agua (de calidad)
Disponibilidad de energía (confiable)
Terreno adecuado (superficie, forma)
Microclima favorable
Topografía suave
Disponibilidad de mano de obra
Accesibilidad
Distancia a los mercados
(Fuente: Landis et al., 1995)
Los viveros deben estar localizados en áreas con una buena iluminación natural, tanto en
el transcurso del día como durante toda la estación de crecimiento, de modo que reciban
radiación solar durante el día. Las áreas de crecimiento no deben ser afectadas por la sombra de
arbolado o de edificaciones cercanas al vivero.
Un suministro de agua de buena calidad (partículas suspendidas, sedimentos o plagas y/o
sales disueltas) es el factor más importante para la selección del sitio. En general el agua
disponible en el sitio seleccionado para establecer el vivero deberá cumplir con los requisitos
estipulados en la cuadro N° 2.
13
Cuadro N° 2
ESTÁNDARES DE CALIDAD DE AGUA PARA VIVEROS
Índice de Calidad
pH
Límite Máximo
6,0 a 7,5
Salinidad (conductividad eléctrica)
1.500 umhos/cm
Iones Tóxicos:
+
50 ppm
Sodio (Na )
Cloro (Cl )
Boro (B )
70 ppm
0,75 ppm
Iones complementarios:
2+
100 ppm
Calcio (Ca )
2+
Magnesio (Mg )
2+
Sulfato (SO4 )
50 ppm
250 ppm
Iones que causan manchas foliares:
-
Bicarbonato (HCO3 )
Dureza total (Ca + Mg)
60 ppm
200 ppm
(Fuente: Landis et al., 1995)
Para el establecimiento del vivero, se deben considerar terrenos que no tengan
problemas de temperaturas extremas o fuertes vientos, aunque debe estar asegurada la
ventilación durante las épocas calurosas. Idealmente la topografía debe ser relativamente plana y
con un adecuado acceso para recibir los suministros, materias primas del vivero y despacho de las
plantas. Se requieren caminos transitables durante todo el año, y que conecten con las rutas y
carreteras importantes.
2.3. ESTRUCTURAS
Los requerimientos de infraestructura de los viveros dependen de la modalidad de
producción que se utilizará. A este respecto las principales opciones en orden creciente de
complejidad son:
-
Viveros a Cielo Abierto
La principal estructura de producción de estos viveros corresponde a los mesones sobre
los cuales se dispondrán los contenedores. Estos se pueden confeccionar con distintos
materiales, de estructura metálica o soportes de madera impregnada sobre la cual se tensan
apoyos de alambre galvanizado N° 10 o 12 siendo de más bajo costo y de fácil instalación (Figura
14
N° 3). Los principales aspectos a tener en consideración durante la instalación de estas
estructuras son su orientación, largo, ancho y altura.
A
B
Figura N° 3
MESÓN PORTA BANDEJAS
(Fotografía: INFOR, 2010). (A) Construido con estructuras metálicas. (B) Postes impregnados, tapas de pino y
alambre galvanizado.
Los mesones porta contenedores deben disponerse de forma tal que las plantas reciban la
mayor cantidad de luz posible durante el día y período de crecimiento. Escobar (2007)
recomienda las orientaciones norte-sur. La altura de los mesones debe asegurar que la parte
inferior del contenedor tenga una buena aireación para facilitar la poda de la raíz principal de las
plantas. Así, Benedetti y Perret (1995) recomiendan una altura ergonómica de mesón de 1 m a
1,20 m., lo que facilita el trabajo de los operarios.
El largo de los mesones queda acotado en la práctica en función de la capacidad del
sistema de riego, el cual debe proveer la misma presión y uniformidad de caudal en toda la
extensión del mesón. El ancho de la estructura normalmente está determinado por el radio de
aplicación de los aspersores, y la facilidad de operación para el viverista.
-
Viveros Bajo Sombra
El control de condiciones ambientales al aire libre es muy difícil de lograr. Por esta razón
normalmente se utilizan filtros como mallas plásticas (malla Raschel) o telas finas de diferente
grado de permeabilidad a la luz directa, ubicadas a diversas alturas sobre los contenedores (Figura
N° 4). Particularmente en climas secos, al igual que para especies más tolerantes, se usan
coberturas más densas, llegando hasta 50% y 80% de disminución de luminosidad.
El uso de sombreadero debiera ser temporal, empleándolo solo en periodos críticos de la
fase de establecimiento de las plantas, principalmente para aquellas menos tolerantes a la
sombra, ya que esta etapa se dificulta cuando no existe luz suficiente para conseguir el desarrollo.
Generalmente la altura de la malla desde el nivel del suelo, dependiendo del vivero, oscila
entre 2,5 m y 4 m de altura. Estudios realizados con malla plástica con disminución del 50% de la
luminosidad, ubicada a 2,5 m sobre el nivel del suelo, disminuyen hasta en 7°C la temperatura, a
la hora de mayor calor.
15
El empleo de semisombra está recomendado para bajar la temperatura del sustrato
durante el período de germinación de las semillas; como protección de las plantas durante el
transplante, para mantener el medio de crecimiento con suficiente agua evitando la mortalidad
de plantas durante el periodo estival y cuando es necesario proteger plantas no endurecidas ante
daños por estrés hídrico y frío.
Figura N° 4
PRODUCCIÓN DE PLANTAS BAJO SEMISOMBRA.
(Fotografía: INFOR, 2010)
-
Producción en Invernadero
El invernadero es un área cubierta con algún tipo de plástico, que permite temperaturas
internas más altas para favorecer los procesos de germinación, especialmente en clima frío
(Figura N° 5). El uso de invernaderos permite producir plantas, aunque tengan dificultad o lentitud
para germinar y desarrollarse, o cuando no puedan ser producidas en viveros a cielo abierto
(Quiroz et al., 2009). Escobar (2007) recomienda usar invernaderos cuando en el lugar de
producción de plantas existen menos de 150 días de crecimiento; cuando se cultivan especies que
para lograr la altura final deseada, requieren de una permanencia superior a 24 meses en el
vivero; y cuando se realiza producción mediante técnicas de propagación vegetativa,
particularmente enraizamiento de estacas.
En general, los invernaderos permiten un mejor crecimiento de las plantas, aunque las
hacen menos resistentes a la intemperie, por lo que al menos la fase de endurecimiento debe
efectuarse preferentemente al aire libre.
16
Figura N°5
PRODUCCIÓN DE PLANTAS EN INVERNADERO
(Fotografía: INFOR, 2000)
Los invernaderos pueden construirse en bloque o en forma aislada, los primeros permiten
un mejor aprovechamiento del espacio y son más resistentes al viento. La estructura
normalmente es de acero galvanizado sobre la cual se dispone una cubierta de polietileno o
policarbonato. El primero es más económico pero de menor duración. Internamente los
invernaderos pueden contar con distintos equipamientos de control de las condiciones
ambientales, que varían en función de los requerimientos del cultivo y de la capacidad económica
de su propietario.
2.4. SISTEMA DE RIEGO
El mercado nacional provee una gran diversidad de tipos de aspersores de riego para la
agricultura, muchos de los cuales se han usado por añadidura en viveros forestales a raíz cubierta.
El sistema de riego puede ser de distinta naturaleza, pero dependerá fundamentalmente del
tamaño del vivero y de las características de las especies a producir. En la actualidad, es habitual
que estos sistemas cuenten con algún grado de automatización, aunque los métodos manuales se
continúan empleando en viveros pequeños, o cuando los requerimientos de riego por parte de
distintas especies en producción son muy disímiles.
En la producción de plantas en contenedores los sistemas de riego más utilizados son por
aspersión y nebulización, donde los aspersores o boquillas se montan en líneas que conforman
una red con distintos esquemas de distribución.
Las redes de riego se pueden equipar con diferentes tipos de boquilla, no obstante se
recomienda el uso de boquillas de gota relativamente gruesa para minimizar las pérdidas de agua
por nebulización, asegurar una buena penetración a través del follaje de las plantas y conseguir
que un mayor caudal permita reducir los tiempos de riego. El nebulizado resulta apropiado en las
fases iniciales del desarrollo de las plantas y como una medida para controlar temperatura y
17
mantener una alta humedad relativa del aire durante la producción en invernadero. Dependiendo
del tipo de vivero las características de los sistemas son:
-
Sistema de Riego para Producción a Cielo Abierto
Se pueden obtener buenos resultados mediante el uso de sistemas de aspersión de
mediano alcance (desde 10 m a 15 m de radio mojado y caudal de entre 150 L/h y 250 L/h),
distribuidos equidistantemente de acuerdo a las características de diseño y considerando un 100
% de traslape. En los bordes del vivero se pueden usar aspersores de impacto, similares a los del
interior, pero con arco de mojado regulable, para las aplicaciones en esquinas en ángulo de 90°,
en bordes en ángulo de 180° y rincones con ángulo de 270°.
-
Sistema de Riego para Producción Bajo Sombra o en Invernadero
Se suelen usar aspersores de corto alcance, 3 m a 6 m de radio de mojado y caudales que
oscilan entre 30 L/h y 50 L/h. Estos se pueden montar sobre alzadores de policloruro de vinilo
(PVC) o en varillas de aproximadamente 50 cm de longitud sobre la superficie de los contenedores
de cultivo.
Alternativamente, los aspersores pueden funcionar en forma invertida acoplados al techo
de la estructura. En este último caso es recomendable dotarlos de dispositivos antigoteo.
Independientemente de su emplazamiento los aspersores deberán distribuirse en forma
equidistante.
Cualquiera que sea el sistema de riego aplicado, se debe tener presente su uniformidad
sobre el total de las plantas, teniendo especial cuidado en que el agua llegue a hidratar el
sustrato. La importancia de la homogeneidad en la aplicación del agua en viveros forestales es
vital, dado que de ello dependerá, en gran medida, la homogeneidad y calidad de las plantas.
2.5. CONTENEDORES
La función principal de cualquier contenedor utilizado en los viveros es la de soportar una
determinada cantidad de sustrato sobre el cual producir una planta de calidad, capaz de
establecerse y crecer una vez plantada en terreno. En la actualidad existen diversos tipos de
envases (Figura N° 6), los que como principio general deben permitir un buen desarrollo de las
raíces y evitar su espiralamiento.
Al establecer un vivero, se debe seleccionar cuidadosamente el tipo de contenedor a
utilizar, por cuanto esta decisión trae aparejada una serie de aspectos que incidirán en la forma
de operar del vivero. Así, asociado al contenedor elegido se encuentran aspectos tales como: Los
tipos de sustrato a utilizar, la tecnología de llenado, la forma de efectuar la siembra, el manejo del
riego y fertilización, las características de los mesones y la forma de cosechar y embalar las
plantas para despacho.
El tipo y tamaño del contenedor a emplear depende de factores tales como el tamaño de
la semilla, el tamaño final de la planta, las condiciones ambientales del sitio de plantación, el
comportamiento de la raíz en el medio de crecimiento y el volumen de raíces, además de factores
18
económicos, como el precio del contenedor, la disponibilidad y diseño de contenedores, el
volumen de sustrato y el espacio disponible en el vivero.
Figura N° 6
TIPOS DE CONTENEDORES, CONSTRUIDOS DE DIFERENTES MATERIALES
(Fuente: Escobar, 2007). (A) Biodegradables. (B) Espuma de poliestireno expandido.
(C) Plástico de alta densidad. (D) Plástico reciclado.
De acuerdo con Escobar (2007), el tipo de contenedor a utilizar dependerá del grado de
control que tenga el vivero sobre las variables ambientales que condicionan el desarrollo de las
plantas. Un vivero a cielo abierto tiene mucho menor control sobre estas variables, por lo que su
producción será más heterogénea y requerirá mayor movimiento de las plantas, por lo mismo
será mejor disponer de contenedores individuales y no en bloques. En cambio, los viveros que
cuentan con ambientes controlados pueden utilizar contenedores en bloques, ya que
proporcionan condiciones ideales de crecimiento, demandan una menor permanencia de las
plantas en el vivero y generan una producción más homogénea.
El tipo de plantas a producir es determinante en la selección del contenedor, por cuanto
este influye en los atributos morfofisiológicos de la planta, como su longitud y volumen radicular,
su altura y diámetro de cuello, el área foliar, su biomasa y su estado nutricional. Así, para zonas
áridas, mientras más estrés hídrico imponga el lugar a plantar, mayor deberá ser la longitud y
volumen del contenedor a utilizar, por cuanto la planta debe ser más gruesa y resistente a la
flexión.
Para la producción de plantas nativas a raíz cubierta se utilizan básicamente tres tipos de
contenedores, según material y forma, los que seleccionan en base a un adecuado desarrollo
radicular y mayores posibilidades de mecanizar su manejo (Quiroz et al., 2009):
-
Bolsas de Polietileno
19
Corresponden a bolsas individuales de dimensiones variables. En general su uso ha
disminuido considerablemente, debido a que utilizan demasiado sustrato, lo que hace ineficiente
el proceso productivo, y fundamentalmente porque provocan un espiralamiento radicular que
resulta perjudicial para las plantas una vez establecidas en terreno.
-
Tubetes Individuales Insertos en Bandejas
Corresponden a envases plásticos individuales de sección cuadrada cónica, los cuales se
insertan en bandejas o mallas de alambre. Los volúmenes más utilizados fluctúan entre 80 y 300
cm3. Presentan facilidades para el reordenamiento de las plantas y son reutilizables.
-
Bandejas de Poliestireno Expandido (Styrobloks)
Son bandejas con cavidades en forma de pirámide invertida, no separable ni
biodegradable. Los volúmenes de las cavidades más utilizadas en las bandejas oscilan entre 56
cm3 y 100 cm3 para las especies exóticas más plantadas. Para especies nativas un volumen de
contenedor de 130 cm3 permite producir plantas de buenas características. Para especies de
zonas áridas podrían requerirse contenedores de mayor volumen. A nivel operacional son los
contenedores más utilizados por su facilidad de almacenaje, limpieza, llenado, transporte, y
reutilización.
La tendencia hoy en día es emplear contenedores de dimensiones pequeñas a medianas,
de materiales livianos y forma cuadrada cónica, lo cual disminuye los costos de reposición,
permite una mayor producción, facilita el transporte y evita el espiralamiento de las raíces, lo que
es un problema normalmente detectado en la producción con bolsas de polietileno (Quiroz et al.,
2009).
2.6. SUSTRATOS
El sustrato o medio de crecimiento es todo material sólido de origen mineral u orgánico,
que colocado en un contenedor en forma pura o en mezcla, permite el anclaje de la planta,
constituyendo el almacén desde donde las raíces obtienen agua, oxígeno y sales minerales para
que estas se desarrollen. Los sustratos se clasifican según sus propiedades en inertes (vermiculita)
y activos (corteza de pino compostada). Los primeros cumplen sólo un rol de soporte para la
planta, mientras que los segundos actúan además como depósito de reserva de los nutrientes
aportados mediante la fertilización, almacenándolos o cediéndolos según las exigencias de la
planta.
Los sustratos también se pueden clasificar según su origen en orgánicos e inorgánicos.
Entre los materiales orgánicos se encuentran los de origen natural como las turbas; los de síntesis,
como polímeros orgánicos no biodegradables; y subproductos y residuos de diferentes
actividades agrícolas, industriales y urbanas, como la corteza. Entre los materiales inorgánicos o
minerales, se encuentran los de origen natural, como arena, grava y tierra volcánica; los
transformados o tratados, como perlita, lana de roca y vermiculita, y los residuos y subproductos
industriales, como las escorias de horno alto y estériles del carbón, entre otros (Quiroz et al.,
2009).
20
Los sustratos deben cumplir con diferentes atributos relacionados con el desarrollo de las
plantas, entre ellos se destaca un pH levemente ácido, alta capacidad de intercambio catiónico y
baja fertilidad natural. Probablemente, el aspecto más importante de un medio de crecimiento
para la producción de plantas a raíz cubierta, es la granulometría que el sustrato tenga y la
distribución del tamaño de las partículas que lo componen. Una adecuada distribución de poros
en el medio de crecimiento es determinante en el intercambio de gases del sistema radicular de
las plantas, lo que a su vez influirá directamente en la absorción de nutrientes y agua.
En cuanto a su fertilidad natural, en la producción de plantas a raíz cubierta, es deseable
que el medio de crecimiento tenga una baja fertilidad natural, sobre todo para el manejo durante
la fase de endurecimiento (Escobar, 2007).
Por otra parte, los sustratos también deben cumplir ciertas condiciones relacionadas con
las actividades de operación del vivero. La principal de ellas es que el sustrato se mantenga de una
temporada a otra de forma uniforme en tamaño, distribución de partículas y propiedades
químicas. Entre otras características es deseable que exista una disponibilidad permanente de
sustratos para la operación del vivero, de bajos costos económicos, fácil de almacenar, y que se
hidraten con facilidad.
En Chile, para el área forestal, es la corteza de pino compostada el sustrato comercial más
usado, debido a su disponibilidad y a sus buenos resultados en el desarrollo de las plantas. Como
se trata de un desecho de aserraderos, se encuentra disponible a bajo costo (30-35) US$/m3. Sin
embargo, su uso en zonas áridas del Norte Chico, se ve limitado debido a su alto costo en
transporte.
21
III.
PRIORIZACIÓN Y SELECCIÓN DE ESPECIES
Una de las primeras preguntas que enfrentan los nuevos viveristas es qué especies y qué
cantidades de plantas producir. Al respecto, y teniendo en cuenta que en la propagación de
especies nativas hay mucho por investigar y aprender, es recomendable iniciar la producción con
un reducido número de especies, hasta adquirir suficiente experiencia para considerar nuevas
especies y aumentar el número de plantas.
El primer paso para iniciar una producción de plantas, ya sea con fines comerciales, de
investigación o autoabastecimiento, es hacer un plan de trabajo acorde con las necesidades y
capacidad del vivero. Además, es importante considerar la diversidad regional o local, de manera
de incluir finalmente el mayor número de especies a propagar. Para la selección de especies es
importante tener en cuenta, entre otros, los siguientes criterios:
3.1 ESTADO DE CONSERVACIÓN DE LAS ESPECIES
Se refiere al grado de amenaza de la especie, ya sea a nivel local, regional o si se
encuentra en alguna de las categorías de amenaza definidas por la Unión Internacional para la
Conservación de la Naturaleza (UICN, 2001), o está en los libros rojos de plantas amenazadas
(Squeo et al., 2008). Este criterio le da un gran valor al vivero como sitio para la conservación de
especies en peligro.
El manejo de este tipo de plantas puede necesitar mayor esfuerzo debido a las bajas
densidades poblacionales, a la escasez de semilla y al poco conocimiento para el manejo que se
tiene de la mayoría de estas especies.
3.2 FORMAS DE VIDA DE LAS PLANTAS
Se refiere al tipo de crecimiento, lo que debe ser considerado cuando se planea la
producción y el esquema de trabajo para las actividades de propagación y siembra. Muchas
hierbas y arbustos se propagan de manera sencilla por estacas u otras estructuras vegetativas lo
que facilita su manejo y mejora los resultados, en contraste con las especies leñosas. En los
proyectos de recuperación y restauración esta estrategia permite la producción de grandes
cantidades de plantas a bajo costo.
3.3 VALOR ECOLÓGICO DE LAS ESPECIES
Numerosas especies de árboles y arbustos cumplen un papel muy importante en los
ecosistemas al proveer diversos beneficios como productos forestales no madereros (PFNM),
recuperación de suelos degradados, restauración ecológica y ambiental, entre otros. Cuando se
incluyen especies de alto valor ecológico en los programas de restauración y conservación de
ecosistemas, la efectividad es mayor.
3.4 IMPORTANCIA ECONÓMICA
En las áreas rurales hay grandes necesidades de madera para leña, postes para cercos y
construcción de viviendas, entre otras. La mayor parte de esta madera se extrae desde los
22
bosques, los cuales en muchas ocasiones son escasos o inexistentes en las proximidades de las
zonas de demanda. El uso de especies introducidas de rápido crecimiento disminuye la presión
sobre las formaciones de masas boscosas endémicas y nativas, las que pueden ser establecidas
bajo diferentes arreglos, conformando así sistemas integrados de producción sustentable
(sistemas de silvopastoreo, sistema silvoagrícola, cortinas cortavientos, cercos vivos, entre otros).
Otro factor a considerar son los programas de arborización comunitaria regionales, donde las
especies a utilizar se definen según objetivos como, por ejemplo, la restauración de los bosques,
la arborización urbana, la protección de nacimientos de agua, entre otros.
3.5 NECESIDADES DE CONSERVACIÓN
En ecosistemas degradados los objetivos están dirigidos a su conservación y restauración
ecológica. Sin embargo, en la mayoría de los casos se desconoce el manejo apropiado de las
especies presentes, así como las técnicas de viverización y establecimiento para su supervivencia.
Asimismo, se necesita un mayor conocimiento de las especies a nivel local y regional, tanto en su
identidad como en sus requerimientos y la presencia de fuentes de propágulos, que son las
estructuras que sirven para multiplicar vegetativamente una planta.
23
IV.
PRODUCCIÓN DE PLANTAS
La producción de plantas de calidad es fundamental para el éxito de los programas de
forestación y restauración, en ellas se debe considerar el origen genético de las semillas y/o
estacas a utilizar, momento de instalación del cultivo y condiciones del ambiente para la
producción.
4.1 FASES DE CRECIMIENTO DE LAS PLANTAS
La producción de plantas en vivero involucra distintas actividades según las etapas del
desarrollo de las plantas. Para efectos prácticos el proceso se puede dividir en tres fases:
-
Fase de Establecimiento
Se inicia con las actividades previas a la siembra y se extiende hasta que las plantas
presentan los primeros pares de hojas. Esta primera fase es determinante para el
comportamiento futuro del cultivo, en ella se realiza aproximadamente el 70% de la inversión
total de producción y es la fase en que se recomienda la aplicación de micorrizas.
-
Fase de Pleno Crecimiento
Se inicia cuando las plantas presentan sus dos primeros pares de hojas, o después de
haber sido micorrizadas, y termina cuando han logrado la altura final deseada.
Durante esta fase se deben brindar a la planta condiciones ambientales favorables de
modo que logre altas tasas de transpiración y fotosíntesis para maximizar su crecimiento y
producción de reservas para las etapas posteriores. El objetivo de esta fase es lograr que las
plantas alcancen una altura final deseada y un desarrollo radicular fortalecido.
-
Fase de Endurecimiento
Se inicia una vez que las plantas han logrado el tamaño deseado y tiene por objeto
acondicionarlas para soportar exitosamente las condiciones que deberán enfrentar al ser
establecida en el lugar de plantación.
Durante el proceso de endurecimiento se debe detener el crecimiento en altura y junto
con ello, lograr inducir que la planta se haga resistente al estrés hídrico que deberá soportar
mientras no inicie el crecimiento radicular en el lugar de plantación. El proceso de
endurecimiento se logra con la reducción del riego y la disminución brusca del aporte de
nitrógeno. Las limitantes que tengan que vencer las plantas en terreno determinarán el tipo de
manejo que deberán recibir durante la fase de endurecimiento en vivero.
4.2 ABASTECIMIENTO DE SEMILLAS
Las semillas pueden obtenerse básicamente de dos formas; comprándolas a un tercero o
cosechándolas directamente. En el primer caso la principal consideración es privilegiar a
proveedores formales, que den garantías respecto de la calidad del producto a adquirir, teniendo
certeza respecto a la especie, procedencia, año de cosecha, e idealmente disponer de datos
24
respecto a viabilidad, germinación, pureza y número de semillas por kilogramo, antecedentes
básicos para determinar la cantidad de semillas que será necesario adquirir para satisfacer la
meta proyectada de producción de plantas. En el caso de efectuar la cosecha de semillas en forma
directa, se deben considerar los siguientes aspectos (Martínez y Schinelli, 2009):
-
Qué cosechar
Semillas de individuos con características fenotípicas deseables (buena forma, vigorosos,
alta producción de frutos y/o flores) acorde al objetivo final de producción, priorizando en la
colecta aquellos que no presenten enfermedades o mal formaciones. Lo ideal es cosechar semillas
del rodal o de los individuos más cercano al área donde se quiere plantar, lo cual garantiza la
adaptabilidad a las condiciones ambientales de esa zona. Como orientaciones generales, es
deseable que los diámetros de los árboles a cosechar sean en lo posible mayores a la media del
rodal, y que el número de individuos desde donde se obtenga la semilla esté compuesto
preferentemente por 25 a 50 árboles, esto con el objeto de asegurar una aceptable diversidad
genética en el lote de plántulas.
-
Cuándo cosechar
El momento de cosecha varía dependiendo de las especies y de su ubicación.
Normalmente las semillas maduran en verano y existe cierta antelación en las poblaciones de más
al norte, o de menor altitud, respecto a las que se ubican hacia el sur o en altitudes mayores.
Algunas manifiestan añerismo, por lo mismo alternarán años de muy alta producción de semillas
con otros donde prácticamente no habrá fructificación. Por esta razón, en años de alta producción
es conveniente efectuar grandes cosechas de aquellas especies cuya semilla pueda ser
almacenada para años donde la producción es baja.
Un aspecto relevante es cosechar las semillas cuando están maduras, por cuanto las
inmaduras tendrán menor viabilidad. Al respecto, es importante monitorear periódicamente el
estado de madurez de los frutos, que suele manifestarse mediante cambio de coloración. Para
tener certeza de que las semillas colectadas provienen de los árboles seleccionados, la colecta
debe ser realizada justo antes de que se produzca la dispersión natural.
-
Como cosechar
Básicamente existen dos formas de cosechar las semillas:
Método directo o individual: Consistente en colectar las semillas desde el árbol antes de
su dispersión, mediante escaleras y/o tijeras de altura (pértigas). Si, los árboles a cosechar son
muy altos, se deben contratar profesionales con experiencia para su recolección vía escalamiento.
Método indirecto: Consiste en recolectarlas desde el suelo, desde el árbol sacudiendo las
ramas capturadas en mallas o lonas extendidas bajo la copa de los árboles o desde árboles caídos
o cortados. Es útil para rodales homogéneos de buena calidad donde no es necesario mantener
una identificación individual de los árboles semilleros.
25
4.3 MANEJO Y PROCESAMIENTO DE FRUTOS Y SEMILLAS
Son las operaciones a realizar desde la colecta del fruto o semilla hasta que estas queden
listas para su almacenamiento o siembra, las que varían dependiendo de la especie. Las
actividades involucradas son las que se indica a continuación.
-
Extracción y Limpieza
Antes de proceder a la extracción de la semilla, puede ser necesario realizar una limpieza
de los frutos y en función de este, la extracción de semilla puede ser mediante procedimientos de
secado, trillado o maceración.
El proceso de limpieza consiste en eliminar las impurezas acumuladas durante el proceso
de recolección y extracción de las semillas desde los frutos. Estas impurezas pueden ser hojas,
tierra, fragmentos de ramas, semillas en mal estado, semillas de otras especies, restos de frutos,
insectos y otros, efectuándose de forma manual o mecánica.
-
Secado
Es común que las semillas o frutos lleguen húmedos al vivero. Para muchos frutos,
especialmente aquellos dehiscentes (conos, algunas cápsulas y legumbres) el secado facilita su
apertura y liberación de las semillas. En otros, como bayas y drupas, puede ser necesario remojar
el fruto para remover su pulpa y extraer las semillas.
Las semillas pueden ser secadas a temperatura ambiente o en hornos, procesos que
además de secar la humedad exterior contribuye a disminuir la humedad interior de la semilla, lo
que es fundamental para prolongar su viabilidad en el tiempo.
-
Análisis
Antes de almacenar la semilla hasta el momento de su utilización (siembra), es
recomendable efectuar estimaciones de ciertos parámetros claves que permiten caracterizar a las
semillas y que aportan información relevante para dimensionar su siembra. Entre tales
parámetros se encuentran: Número de semillas por kilogramo, viabilidad, porcentaje de pureza y
germinación. Para cada estimación, y dependiendo del tipo de semillas, existen normas
específicas del ISTA (International Seed Testing Association) que regulan el procedimiento de
laboratorio para efectuarlas. Independientemente de lo anterior, con fines prácticos y de
información interna del vivero, existen algunas orientaciones generales que permiten estimar
tales parámetros en forma simplificada.
Pureza: Se determina tomando dos muestras, que dependiendo del tamaño de las
semillas fluctúan entre 1 y 300 g. Cada muestra se pesa y se limpia minuciosamente dejando sólo
semillas puras, las cuales se vuelven a pesar. Para cada muestra, el peso de las semillas puras
respecto del peso inicial total se expresa en porcentaje. El porcentaje promedio de ambas
muestras constituye el porcentaje de pureza del lote analizado.
Número de semillas por kilogramo: Se determina a partir de muestras de semillas puras,
contando las semillas contenidas en un determinado peso de las mismas, o alternativamente,
26
pesando un número conocido de semillas. En ambos casos, mediante simple regla de tres se
determina el número de semillas por kilogramo.
Viabilidad: Determina el potencial de germinación de las semillas al momento de la
siembra. Se expresa como porcentaje de semillas viables respecto del número de semillas totales,
mediante métodos que permiten identificar semillas viables, estos son:
Método de Flotación: Consiste en remojar en agua fría por 24 h un número conocido
de semillas (50 a 100 unidades), posteriormente se cuenta como viables a las que se
hunden.
Test de Corte: Consiste en cortar con bisturí un número conocido de semillas (50 a
100 unidades), contabilizando como viables a aquellas que presentan contenido de
endosperma.
Test del Tetrazolium: Consiste en cortar un número conocido de semillas y remojarla
en una solución de tetrazolium, el cual teñirá de color rosado a las semillas viables.
En los tres casos el número de semillas viables expresado como porcentaje respecto del
número de semillas evaluadas constituirá el porcentaje de viabilidad. La precisión de esta
estimación se puede mejorar aumentando el número de muestras.
Capacidad germinativa: Este parámetro representa el porcentaje de semillas germinadas
con respecto al total de semillas sembradas en condiciones de laboratorio. Las muestras de
semillas se componen de 50 a 100 unidades, con tres o cuatro repeticiones, las que se disponen
sobre un medio húmedo de germinación (papel secante, papel filtro, arena y otros medios de
cultivo), dentro de una cámara o equipamiento diseñado para este propósito. Posteriormente se
contabiliza diariamente el número de semillas germinadas, hasta que el proceso se detenga. El
número de semillas germinadas, expresado como porcentaje de las semillas puestas a germinar se
denomina capacidad germinativa. Este sistema permite también determinar la energía
germinativa y el periodo de energía; el primero corresponde a la germinación acumulada,
obtenida el día de máxima tasa de germinación; y el segundo corresponde al número de días
trascurrido para obtener la máxima tasa de germinación acumulada diaria.
-
Almacenamiento
Si bien las semillas de algunas especies deben sembrarse en la misma temporada en que
se colectan, muchas otras permiten ser almacenadas para su uso posterior. El almacenamiento de
la semilla limpia y analizada puede efectuarse en distintos tipos de envases herméticos, como
frascos de distintos materiales, o en bolsas plásticas, colocándolos en ambiente seco y frío, con
condiciones de baja humedad y temperatura entre 2°C y 4°C. Cada envase debe ser etiquetado
con antecedentes como: Nombre de la especie, procedencia, fecha de recolección, y datos
obtenidos de su análisis. El control sobre la temperatura de almacenamiento será el factor más
influyente para mantener la viabilidad de la semilla de un año a otro. Previo al almacenamiento es
recomendable clasificar las semillas por calibre o tamaño, por cuanto esta variable ha demostrado
tener un efecto significativo sobre el crecimiento, calidad y homogeneidad de las plantas.
También resulta recomendable que antes del almacenamiento se proceda a desinfectar las
semillas con algún producto comercial que garantice su estado sanitario.
27
4.4 TRATAMIENTOS PREGERMINATIVOS Y SIEMBRA
Las semillas de muchas especies forestales, aun estando sanas y viables, normalmente no
germinan o lo hacen muy lentamente. Esta situación obedece a que las condiciones ambientales
del medio no son las más adecuadas, o debido a restricciones a la germinación impuestas por las
propias condiciones morfológicas y fisiológicas de las semillas. Esta última situación, denominada
latencia, es la causa más frecuente de la baja germinación en vivero.
En la naturaleza, la latencia de las semillas es un mecanismo de supervivencia que permite
postergar la germinación hasta que las condiciones del medio brinden mejores oportunidades
para garantizar la supervivencia y desarrollo de las plantas. No obstante, en vivero es un
fenómeno que retrasa la germinación, complica la obtención de plantas e induce heterogeneidad
de tamaño en las mismas, por lo que se requieren tratamientos pregerminativos para interrumpir
la latencia.
-
Tratamientos Pregerminativos
Son procedimientos que se aplican para romper la latencia de semillas en forma artificial,
acelerando y homogenizando su germinación, lo que facilita las tareas posteriores en vivero
(Shinelli y Martínez, 2010). En general, al extraer las semillas desde su almacenamiento, se
requiere remojarlas para restituir su contenido de humedad y prepararlas para la siembra. Para
muchas especies el sólo remojo de sus semillas en agua fría por 24 h resulta suficiente para
mejorar su germinación, por cuanto les permite hidratarse y que se remuevan algunos inhibidores
presentes en sus cubiertas. Otras poseen tegumentos gruesos que requieren mayor tiempo en
agua para lograr el mismo propósito. Otras semillas en tanto, requerirán tratamientos
pregerminativos complementarios para eliminar su latencia. Tales tratamientos pueden ser:
Estratificación: Es un tratamiento adecuado para romper la latencia fisiológica. Consiste
en remojar las semillas en agua por 24 h, posteriormente mezclarlas con arena húmeda y
depositar esta mezcla en bolsas plásticas perforadas y someterla a condiciones de frío
(estratificación fría) o de calor (estratificación cálida). En la estratificación fría se mantienen las
semillas a temperaturas de 4°C a 10°C, simulando las condiciones de invierno; en el caso de la
estratificación cálida, la temperatura oscila entre 22°C y 30°C. En ambos casos, el tratamiento se
extiende por un periodo de tiempo que varía entre 30 y 90 días.
Escarificación: Se utiliza para eliminar la latencia provocada por la dureza o
impermeabilidad de la cubierta de las semillas. Consiste en el adelgazamiento o abertura de la
cubierta externa mediante abrasión, para hacerla permeable, sin dañar el embrión y el
endosperma. La escarificación física consiste en raspar mecánicamente la cubierta de las semillas
con elementos abrasivos, por ejemplo agitando las semillas al interior de un recipiente rígido
revestido en lija, o que contenga arena o grava. La escarificación química, consiste en remojar las
semillas en ácido sulfúrico concentrado, por periodos que fluctúan desde algunos minutos hasta
más de una hora, dependiendo de la especie, para después lavarlas en agua corriente por un
mínimo de 5 min. Este último tratamiento es particularmente útil para leguminosas, se puede
aplicar a espino (Acacia caven) y especies de Prosopis (algarrobos, tamarugo), debiendo ajustarse
el tiempo de remojo mediante ensayos preliminares, antes de tratar el lote de semillas completo.
28
Remojo en hormonas o estimuladores de crecimiento: Procedimiento adecuado para
remover la latencia interna de las semillas. Consiste en remojarlas en soluciones de ácido
giberélico (GA3), citoquininas, nitrato de potasio, tiourea, etileno, entre otros, usando tiempos de
remojo y concentraciones variables por especie y lote de semillas, los que deben ajustarse
mediante ensayos preliminares. Remojos de 24 h a 48 h en una solución de giberelina en
concentración de 200 ppm resultan adecuados para remover la latencia en aquellas especies en
que se recomienda estratificación fría por 30 o más días.
-
Siembra
Se recomienda realizar con semilla pretratadas. Dependiendo del tamaño de la semilla, de
su facilidad de manipulación y de su calidad, la siembra puede realizarse en almacigueras, para
posteriormente traspasar las plántulas a los contenedores definitivos, o sembrarse directamente
en estos últimos. En ambos casos, para especies nativas la siembra suele efectuarse en forma
manual, el uso de máquinas sembradoras automatizadas generalmente se verifica en
producciones masivas de plantas, en grandes viveros destinados a producción de pino y
eucaliptos.
La siembra en almacigueras es recomendable para semillas que presentan baja
germinación (menor a un 40%), lo que ocurre comúnmente con semillas de pequeño tamaño y
con calidad deficiente. También, se utilizan las almacigueras cuando la germinación es muy
irregular. Esta siembra consiste en depositar una fina capa de semillas homogéneamente
distribuidas en una almaciguera (cajón) con sustrato húmedo, las que posteriormente deben
cubrirse con una capa de sustrato fino, de un espesor de 1 a 2 veces el diámetro de las semillas.
Durante el proceso de germinación las almacigueras deben mantenerse con un nivel de húmedad
que no sobrepase la capacidad de campo o que induzcan algún tipo de enfermedad de
preemergencia. En una etapa posterior las plántulas deberán ser repicadas a los contenedores
definitivos.
La siembra directa consiste en colocar las semillas sobre el suelo y/o sustrato, y al igual
que en el caso anterior, cubrirlas con una capa del mismo, de modo que las semillas queden a una
profundidad de aproximadamente dos veces su diámetro. Dependiendo de la viabilidad de la
semilla, se debe depositar entre una y tres unidades en cada contenedor. Previo a efectuar la
siembra, los contenedores deben ser lavados, desinfectados, llenados con sustrato y haber
humedecido este último en forma abundante.
Respecto a la época de siembra es importante observar las indicaciones existentes para
cada especie. Para la producción de plantas en contenedores, la época de siembra corresponde a
un período de tiempo más flexible, que para la producción a raíz desnuda. Del mismo modo,
mientras más controladas sean las condiciones ambientales imperantes durante la producción de
plantas (por ejemplo producción en invernadero), mayor variación se podrá considerar en la
época de siembra.
Aun así, es necesario contar con un programa de producción que permita disponer de las
plantas definitivas en un momento que coincida con la época de plantación. La programación
ideal para producir plantas en una temporada considera efectuar la siembra a fines de invierno y
comienzos de primavera (agosto, septiembre), viverizar durante toda la temporada de
crecimiento vegetativo, endurecer las plantas, y tenerlas listas para despacho a plantación en el
29
invierno del año siguiente (junio). A pesar de lo anterior existirán variaciones, por cuanto algunas
especies requerirán más de una temporada de viverización antes de estar apropiadas para
plantarlas en terreno.
4.5 RALEO Y REPIQUE
Una vez efectuada la siembra, independiente de si esta se realiza en forma directa o en
almaciguera, comenzará a manifestarse la germinación de las semillas y emergencia de las
plántulas. Cuando se hayan desplegado los cotiledones y comenzado a emerger los primeros
pares de hojas verdaderas, será necesario efectuar nuevas actividades.
En el caso de siembra en almaciguera, las plántulas deberán repicarse a sus contenedores
definitivos donde completarán su desarrollo en vivero. Esta es una de las tareas más delicadas de
la viverización, debido a que las plántulas recién nacidas son muy frágiles y susceptibles a
deshidratarse.
El repique consiste en trasplantar las plántulas emergidas desde la almaciguera a los
contenedores, labor que se realiza para aprovechar en su totalidad la capacidad de germinación
de las semillas, seleccionar las plántulas de mayor vigor e inducir una mejor formación radicular.
Normalmente se realiza luego de que las plántulas forman completamente sus dos primeros pares
de hojas verdaderas. Para efectuar esta labor Quiroz et al. (2009) aconsejan tener las siguientes
precauciones:
Realizar el repique en un lugar protegido de condiciones ambientales extremas,
especialmente del viento y altas temperaturas.
Utilizar como instrumento de ayuda pinzas, con las cuales se extrae la planta de la
almaciguera y se introduce la raíz en el sustrato del contenedor. La manipulación
directa puede provocar quemaduras o deshidratación de las raíces.
Regar las plantas inmediatamente de efectuado el repique.
En el caso de la siembra directa en contenedor, en muchos envases germinarán dos, tres
o más semillas, mientras que en otros no germinará ninguna. En tal situación, se debe efectuar un
raleo antes de que aparezca el primer par de hojas verdaderas, removiendo las plántulas
excedentes y eventualmente replantarlas en los contenedores vacíos. Durante esta operación, en
lo posible se debe cuidar que la plántula que permanecerá en el contenedor sea aquella que se
encuentre ubicada lo más al centro posible del recipiente.
Respecto de las plántulas extraídas, no es aconsejable que estas se replanten
mezclándolas en una misma bandeja con plántulas no trasplantadas. Esta recomendación,
entregada por Escobar (2007), procede dado que plantas trasplantadas experimentan un retraso
de crecimiento que las hace exhibir un desarrollo inferior al de las plantas no trasplantadas, lo que
genera una indeseable heterogeneidad de las mismas. Es preferible, si se desea aprovechar el
material de raleo, hacer transplante a bandejas nuevas, de esta manera se genera un material
homogéneo para su manejo posterior. Durante el replante, se debe cuidar que las plantas
extraídas se mantengan hidratadas, atenuando el estrés por trasplante.
30
4.6 RIEGO
En un vivero forestal, el agua, es muy importante, tanto para la fisiología de las plantas
como para las diferentes etapas en el manejo del cultivo. La frecuencia y la cantidad de riego
están dadas por las necesidades de cada especie, el tipo de contenedor, el sustrato utilizado y
fundamentalmente por la fase de desarrollo de las plantas.
-
Fase de Establecimiento
En esta fase el riego se utiliza para el enfriamiento de la cama de semillas.
Posteriormente, una vez que han emergido las plántulas, la regulación del riego inducirá la
colonización del sustrato por el sistema radicular.
En las almacigueras y contenedores recién sembrados el sustrato se encuentra
suficientemente húmedo, de modo que el riego debe manejarse solo para compensar el agua
perdida por evaporación en la parte superior del contenedor. En esta fase las plantas aún no
evidencian alto consumo de agua. Por lo mismo, se recomienda efectuar riegos superficiales,
cortos y frecuentes, dos veces al día, una vez por la mañana y otra vez por la tarde. Luego de un
mes de la germinación, la frecuencia de riego puede disminuir a uno y como máximo dos por día
pero con mayor intensidad.
-
Fase de Pleno Crecimiento
Es la etapa de máximo consumo de agua por parte de las plantas, en ella el agua de riego
se emplea como medio de transporte de nutrientes y plaguicidas. Durante esta fase la planta
nunca debe alcanzar niveles de estrés hídrico, de modo que tenga la mayor tasa de transpiración
y por lo tanto de crecimiento. Consecuentemente, los riegos se deben aplicar en cantidad
suficiente para saturar el sustrato y permitir además una ligera lixiviación o goteo por el fondo de
los contenedores, de modo que este arrastre las sales sobrantes derivadas de la aplicación de
fertilizantes. El riego deberá repetirse cuando el agua disponible haya bajado entre un 50 y 75%.
Se debe tener presente que los riegos deben humedecer no solo el follaje, sino la mayor
parte de la raíz. Esto se puede verificar al extraer la planta con sustrato del contenedor.
Durante este fase es aconsejable (Quiroz et al., 2009) utilizar un tamaño de gota mayor al
de la fase anterior. De igual forma, los tiempos de riego deben ser más prolongados, pero
cuidando que la sobresaturación no facilite el ataque de hongos. Esto ocurre con mayor
frecuencia en ambientes poco o mal ventilados, como puede ocurrir dentro de un invernadero, o
en un sistema de cultivo demasiado denso.
-
Fase de Endurecimiento
En esta fase la reducción de la frecuencia y cantidad de riego es determinante en la
inducción de la dormancia, formación de yemas, detención del crecimiento en altura y en la
protección contra heladas (Escobar, 2007).
Durante la primera etapa de la fase de endurecimiento se debe detener el crecimiento en
altura de las plantas y junto con ello, inducir resistencia al estrés hídrico que deberán soportar
31
mientras no inicien el crecimiento radicular en el lugar en el cual se planten. Para la detención del
crecimiento en altura se utiliza como una herramienta de manejo el control del riego, induciendo
un nivel de estrés hídrico sucesivo y creciente, pero sin llegar a límites que comprometan la vida
de las plantas.
Durante la fase de pleno crecimiento las plantas son regadas de modo que no
experimenten estrés hídrico, es decir con valores de potencial hídrico en el tallo entre 0 MPa a 0,5
MPa. En cambio, durante la fase de endurecimiento, el potencial hídrico se reduce
progresivamente hasta llegar a 1,5 MPa, es un proceso paulatino que dura aproximadamente
cuatro semanas.
En esta fase hay que tener cuidado con la falta de uniformidad del riego, por cuanto
atendiendo a los menores aportes generales de agua, aquellas zonas que estén subirrigadas
podrán inducir niveles peligrosos de estrés en las plantas.
4.7 FERTILIZACIÓN
Diversas estrategias de fertilización pueden ser utilizadas para inducir ciertas
características morfológicas y fisiológicas en las plantas, de modo que estas respondan
haciéndose más resistentes o aumentando su potencial de crecimiento. Los requerimientos
nutricionales están en directa relación con el estado de desarrollo de la planta. La tendencia es
estimular que la planta crezca rápido en el inicio para luego apoyar su endurecimiento, de tal
forma que resista el estrés durante el traslado a su establecimiento en terreno.
Un indicador del contenido de fertilizantes en el suelo puede ser la concentración de
nutrientes en el follaje. Bajos niveles foliares de algún elemento pueden indicar bajo contenido de
ellos en el suelo. De esta forma, mediciones periódicas de nutrientes foliares pueden llegar a ser
un indicador, tanto de las necesidades de fertilización, como sobre la oportunidad en que esta
debe efectuarse.
-
Fase de Establecimiento
Durante el periodo de germinación en las almacigueras, las plántulas sostienen sus
demandas mediante el consumo de las reservas que poseen sus semillas, por lo mismo, los
sustratos de germinación no requieren, necesariamente, de la aplicación de soluciones nutritivas
adicionales.
Cuando la siembra se realiza en forma directa en los contenedores definitivos, el sustrato
puede estar suplementado con fertilizantes con una elevada concentración de fósforo (P), en una
proporción 4:1:1 por sobre nitrógeno (N) y potasio (K). El objetivo es incentivar el desarrollo
radicular de la plántula, ya que las raíces constituyen la porción que primero se desarrolla. De esta
forma, un buen sistema radicular asegurará un adecuado anclaje al sustrato, dándole a la plántula
la posibilidad de absorber agua y nutrientes durante la posterior fase de desarrollo.
-
Fase de Pleno Crecimiento
Una vez que la planta inicia el periodo de máximo crecimiento vegetativo, demanda altos
consumos de nutrientes, los que se debe suministrar mediante fertilización mineral. Para estos
32
efectos es recomendable utilizar una nueva formulación de fertilizantes, con mayor concentración
de nitrógeno en relación a fósforo y potasio, para favorecer el crecimiento en altura. Durante esta
fase también puede ser necesario aplicar calcio y micronutrientes para inducir el máximo
crecimiento de las plantas.
-
Fase de Endurecimiento
Además de la disminución del riego, como herramienta para endurecer las plantas se
utiliza la disminución brusca del nitrógeno, así como la reducción de los demás componentes a la
mitad, hasta eliminarlos completamente al término del periodo de endurecimiento.
Eventualmente, algunos autores (Schinelli y Martínez, 2010) sugieren aumentar las
concentraciones de fósforo y potasio según la especie.
En las últimas dos semanas de la fase de pleno crecimiento, las plantas deben quedar con
los niveles nutricionales finales establecidos. Durante la fase de endurecimiento sólo se debiera
trabajar en resolver algunos problemas de relaciones entre elementos.
4.8 MICORRIZACIÓN
Las micorrizas constituyen relaciones simbióticas entre un hongo y las raíces de una
planta. Esta asociación proporciona a la planta diversos beneficios que se traducen en mejoras en
el transporte de agua y nutrientes, su establecimiento, su desarrollo y su resistencia a
enfermedades; también involucra acciones activas o pasivas destinadas a ejercer control sobre
agentes patógenos del suelo; y aumenta la capacidad de las plantas para crecer en suelos
contaminados por sustancias tóxicas. Por tales razones, en la actualidad se reconoce que las
micorrizas son una parte integral de la planta y que contribuyen al crecimiento y desarrollo de las
mismas. Se estima que alrededor del 95% de las plantas vasculares participan de este tipo de
asociaciones.
Aunque la simbiosis entre hongo y planta se encuentra muy extendida en los variados
ecosistemas terrestres, diversos fenómenos de degradación ambiental hacen recomendable
aplicar técnicas de inoculación artificial en vivero, para garantizar la presencia de micorrizas en las
plantas que se establecerán en terreno.
La inoculación micorrícica se efectúa durante la fase de establecimiento. Al respecto,
existen diversas formas de poner en contacto el hongo con la planta hospedante. Las técnicas más
frecuentes corresponden a:
-
Micorrización mediante suelo de bosque
Es un método de bajo costo que ocasionalmente entrega buenos resultados de
inoculación con los hongos micorrícicos presentes en el suelo. Los viveros forestales que emplean
esta modalidad de inoculación ocupan gran cantidad de suelo del bosque o de áreas cercanas al
vivero, lo que aporta cierta cantidad de esporas de hongos micorrícicos que actúan como inóculos
para la producción de plantas. Sin embargo, la formación efectiva de micorrizas suele ser errática
y sin ningún control en la selección específica de las especies y cepas fúngicas. Por otra parte, el
uso de suelos sin esterilizar aumenta el riesgo de enfermedades radiculares en el vivero, las que
suelen ser difíciles de erradicar y disminuyen notablemente la producción de plantas.
33
-
Micorrización mediante esporas
Este tipo de inóculo es utilizado en los viveros forestales, particularmente con hongos que
producen gran cantidad de esporas o cuerpos frutales, como Scleroderma y Rhizopogon, cuyos
cuerpos de fructificación son grandes y contienen un gran número de esporas que pueden ser
utilizadas para preparar inoculantes esporales frescos o secos, para inoculación en vivero a gran
escala, sin necesidad de requerimientos especiales de procedimiento o equipamiento. La
preparación del inóculo puede ser tan simple como preparar una suspensión de las esporas en
agua y aplicar posteriormente este inóculo en el sustrato de las plantas. También se puede
mezclar el inóculo con las semillas justo antes de su siembra.
-
Micorrización mediante micelios
El uso de inóculo micelar es el método más efectivo de inoculación, alcanzando mayores
porcentajes de micorrización en un menor tiempo y con un menor riesgo de introducción de
organismo no deseados en la zona radicular de las plantas a micorrizar. Como contrapartida, es el
método más complejo en cuanto a la preparación de los inóculos; requiere conocimiento y
equipamiento de laboratorio específico para el cultivo y desarrollo de los hongos a utilizar. Sin
embargo, una vez obtenido el inoculante su aplicación a las plantas puede ser tan sencilla como
en el caso de los inóculos esporales.
4.9 MANEJO SANITARIO
Los factores que pueden causar daños en la condición de las plantas pueden ser de
naturaleza ambiental (factores abióticos) o biológica (factores bióticos). Entre los primeros se
encuentran las deficiencias nutritivas, toxicidad química, heladas, efectos de temperatura elevada
y deficiencias hídricas. Entre los segundos se encuentran las enfermedades causadas por
organismos patógenos como hongos, bacterias, insectos y otros.
En un vivero las condiciones ambientales se controlan de forma tal que contribuyan a
facilitar la producción de plantas y no constituyan limitantes al desarrollo de las mismas. Por ello
se debe manejar la sombra, controlar el riego, aplicar fertilizantes, y otras medidas. Sin embargo,
las mismas condiciones que favorecen el desarrollo de las plantas pueden favorecen el desarrollo
de enfermedades. Para que se produzca enfermedad se necesita un agente patógeno causal, un
hospedero susceptible y condiciones ambientales que favorezcan la infección (Agrios, 2003).
Para evitar o mitigar pérdidas considerables en la producción de un vivero, es necesario
implementar y desarrollar estrategias de manejo sanitario con métodos integrados de control
(químicos, físicos, biológicos y culturales), manteniendo un sistema de monitoreo en forma
periódica y frecuente del estado sanitario. Los agentes patógenos relacionados con las pérdidas
de plantas en los viveros son descritos a continuación.
-
Hongos
Las enfermedades fúngicas más frecuentes son el complejo Damping-off (Géneros
Phytium, Phytophtora, Fusarium y Rizoctonia) y el moho gris (Botrytis cinerea), las que constituyen
el 75% de incidencia.
34
Damping-off
En la fase de establecimiento e inicio de la fase de pleno crecimiento de las plantas, el
complejo damping-off es una enfermedad común que afecta semillas, semillas en germinación y
plántulas jóvenes de muchas especies vegetales. Se reconocen dos tipos de damping: Pre
emergente, que afecta semillas y semillas en germinación antes de que se inicie la emergencia, y
post emergente, que afecta plántulas jóvenes antes de que sus tallos se lignifiquen. El síntoma
causado por esta enfermedad es la “caída de plantas”, en las cuales se observa una lesión húmeda
en el eje raíz-cotiledón a nivel del suelo (cuello), la que generalmente asciende desde la parte
superior de la raíz hacia los cotiledones. El inóculo existente en las semillas y contenedores es la
principal causa de la enfermedad. El manejo y control del damping se puede hacer de dos formas:
Control cultural: Los contenedores reutilizables deben ser limpiados cuidadosamente
para prevenir que el inóculo de los hongos pase de un cultivo al siguiente. Los sustratos
contaminados son una fuente de inóculo de hongos. La sobresiembra origina plántulas
débiles que son más susceptibles a enfermedades. La fertilización con elevados niveles de
nitrógeno y el exceso de riego, también pueden predisponer a las plántulas, tanto como
un ambiente de cultivo con elevada humedad, poca luz, y temperaturas extremadamente
altas o bajas.
Control Químico: Tratamientos a la semilla antes de sembrar, los que incluyen remojo en
agua, enjuague en agua corriente y tratamientos químicos con blanqueador, peróxido de
hidrógeno o fungicidas, son apropiados para reducir la incidencia de la enfermedad.
La desinfección del sustrato con fungicidas antes de la siembra o el repique, disminuye el
riesgo de contaminación. Cuando la enfermedad ya se ha manifestado en las plántulas, se
necesitan controles periódicos permanentes. En post emergencia, se recomienda efectuar
aplicaciones de Captan (2,5 g/L) más Benlate (2 g/L), cada diez días durante un mes. De
continuar los síntomas se debe evaluar su repetición en función del nivel de daño que se
presenta. Arnold (1996, cit. por Quiroz et al., 2009) recomiendan empezar con
aplicaciones preventivas luego de la emergencia, o a mas tardar cuando aparecen los
primeros síntomas.
Moho Gris
La enfermedad “moho gris”, causada por Botrytis cinerea Pers. ex Fr., se presenta en
diversos cultivos incluyendo viveros forestales de la Región de Valparaíso hasta la Región de los
Lagos de Chile, donde afecta, preferentemente, a plantas del género Eucalyptus.
Este patógeno también ha sido descrito sobre plántulas de Pinus radiata D. Don durante su
viverización, atacando la porción apical (Butin y Peredo 1986).
Tanto en P. radiata como en especies de Eucalyptus, B. cinerea constituye un serio
problema de pudrición en estaca durante las primeras etapas del establecimiento o
“estaquillado”. Los factores que favorecen la infección por B. cinérea son aquellos que resultan en
daño físico producido a la planta (Coley-Smith et al. 1980, Figueredo et al. 2001, Sanfuentes y
Ferreira 1997), que en el caso particular en viveros de P. radiata y Eucalyptus spp. en Chile, es
especialmente importante el daño causado por heladas. Una vez introducido B. cinerea en los
35
cultivos, puede sobrevivir en sustrato orgánico, hojas muertas caídas en la superficie de los
recipientes y en tejidos de plántulas como componente de la biota del filoplano (Sanfuentes y
Ferreira, 1997; Sharabani et al., 1999; Pande et al., 2001; Barnes y Shaw, 2003).
Debido a que el hongo es un agresivo saprófito, los síntomas usualmente aparecen
primero en el follaje sombreado, senescente, en la base del brote. Bajo condiciones favorables, B.
cinerea puede propagarse rápidamente de una plántula a otra, invadiendo follaje debilitado o
dañado. Las superficies con humedad libre, elevada humedad ambiental y bajas temperaturas,
son propicias para el desarrollo de una infección.
Tradicionalmente el principal método de control de B. cinerea ha sido mediante el uso de
fungicidas. Aunque estos continúan siendo el soporte del manejo del “moho gris”, estudios han
constatado una menor efectividad en las aplicaciones, producto del abrupto aumento de los
niveles de resistencia del patógeno a fungicidas benzimidazoles, como también un desarrollo
paulatino de resistencia a dicarboximidas, por el uso repetitivo de estos grupos de fungicidas
(Ferreira 1989, Zhang et al. 1994, Esterio y Auger 1997).
La reducción del daño por moho gris, requiere una combinación de métodos de control,
tanto culturales como químicos. Todos los fungicidas utilizados para el control del moho gris son
protectores, que deben ser aplicados en forma preventiva. Debido a que las infecciones con este
hongo son más comunes en el otoño, las aplicaciones deben comenzar a fines del verano y
repetirse a intervalos regulares (cada una o dos semanas) durante el período susceptible. Aún así,
el control químico del moho gris es virtualmente imposible sin el correspondiente programa
coordinado de prácticas culturales de control, entre las que debe considerarse:
Mantener las plántulas saludables y vigorosas, y evitar daños al follaje. El follaje quemado
por fertilizantes, o dañado por las heladas, es particularmente susceptible a infecciones
por B. cinerea.
Evitar densidades altas, seleccionando un contenedor que permita un adecuado
espaciamiento para el desarrollo de las plántulas. Los contenedores también pueden ser
puestos a mayor espaciamiento, para permitir una mejor circulación del aire durante los
períodos en que las plántulas son especialmente vulnerables.
Reducir el tiempo en que el follaje de la plántula está húmedo promoviendo la circulación
del aire, regando temprano en la mañana, usando surfactantes en el agua de riego,
proporcionando calentamiento bajo las mesas, o forzando el secado del follaje con
ventiladores.
Seguir una estricta política sanitaria, que incluya la remoción y destrucción de todos los
restos de plantas, una pronta eliminación de plántulas infectadas, y la esterilización de
contenedores en las superficies del área de cultivo entre cosechas.
-
Insectos
Muchos insectos se alimentan del follaje y de brotes de plantas de especies forestales
producidas en contenedores, causando diferentes tipos de daños que suelen ser de difícil
diagnóstico, debido a que son plagas muy móviles y por tanto no fácilmente asociadas con el
36
daño. Otro grupo de insectos, que vive en el suelo, ataca tanto el cuello de las plantas como las
raíces de las mismas. No obstante la incidencia de estos últimos agentes es de mucho menor
envergadura en los viveros que producen plantas en contenedores, respecto de aquellos otros
que lo hacen a raíz desnuda. Dentro de los principales insectos que atacan a las plantas en vivero
se encuentran los de las órdenes Coleoptera, Himenoptera y Lepidoptera.
Una vez que se ha detectado daño provocado por insectos, el método de control más
común es el químico. La aplicación racional de pesticidas debe considerar el ciclo biológico de los
agentes dañinos a controlar. Para ello se sugiere aplicar pesticidas en dos oportunidades basado
en los estados larvarios de la mayoría de los insectos. La primera aplicación es en preemergencia
de manera de controlar los estados larvales de los insectos que dañan las raíces; esta no sería
necesaria para las plantas producidas en contendores con sustratos desinfectados. La segunda se
sugiere realizarla en post emergencia donde se encuentra la mayor parte de los estados larvales
de los desfoliadores. Como medida complementaria, después de cada aplicación debe realizarse
un riego que permita incorporar efectivamente el pesticida en el sustrato.
-
Nemátodos
Los nemátodos son organismos que habitan en el suelo y que provocan lesiones en el
sistema radicular de las plantas impidiendo su crecimiento. En viveros que producen plantas en
contenedor no representan un agente de daño importante. El control preventivo de estos agentes
puede efectuarse mediante la aplicación de nematicidas de aspersión (Dazomet) durante la
preparación del sustrato para llenar los contenedores.
-
Otras Plagas
Durante la fase de establecimiento, los pájaros (chincoles, jilgueros, tordos, tórtolas, entre
otros) pueden constituir un problema al escarbar las almacigueras y alimentarse de las semillas y
plantas recién emergidas. El control puede ser tan sencillo como cubrir las almacigueras con
malla, o que el propio personal del vivero, u otro contratado para ese fin, se dedique a espantar a
las aves en las horas que acostumbran alimentarse.
Otro problema, aunque menos común, es el daño causado por ratas que utilizan las
plantas para fabricar sus nidos y tener sus crías. El daño es de difícil detección, pero se puede
prevenir desratizando el área del vivero.
En invernaderos o bajo sombreaderos, donde hay escasa ventilación, sustrato con drenaje
reducido y riego frecuente, es común que sobre la superficie del sustrato se desarrollen algunos
vegetales inferiores, como musgos, líquenes y hepáticas, que si bien no afectan directamente la
sanidad de las plantas, pueden interferir en el manejo del riego y nutrición de las mismas, y
contribuir a generar un ambiente propicio para proliferación de hongos dañinos. La forma de
evitar estos problemas es impedir que se mantengan las condiciones ambientales que favorecen
el desarrollo de tales organismos.
4.10 ENDURECIMIENTO
El endurecimiento es la última fase de la producción de plantas en vivero, antes de su
despacho al lugar de plantación. Corresponde a un proceso en que se promueven los mecanismos
37
de resistencia frente a un factor de estrés para la planta, que resulta beneficioso, o al menos no
tiene efectos negativos, sobre la calidad de la misma (Vilagrosa et al., 2006).
De acuerdo con Schinelli y Martínez (2010), los objetivos de la fase de endurecimiento son:
Detener el crecimiento de la parte aérea de las plantas: Las yemas cerradas evidencian el
cese del crecimiento vegetativo, el que debe lograrse antes de las primeras heladas de
modo que éstas no dañen el tejido juvenil. Normalmente se logra disminuyendo el aporte
de nitrógeno y la frecuencia de riego.
Promover la acumulación de glúcidos: Considerando que frecuentemente las plantas se
cultivan sólo durante una temporada en vivero, la acumulación de reservas es una
condición clave para su desarrollo posterior. Debe promoverse que ellas lleguen al lugar
de plantación con reservas suficientes para lograr un crecimiento rápido de raíces, se
debe aumentar los aportes de fósforo y potasio.
Aumentar la resistencia a la falta de agua y bajas temperaturas: Son condiciones
necesarias para mejorar las expectativas de supervivencia de las plantas durante las
primeras etapas de desarrollo en terreno. Además de los cambios mencionados en la
aplicación de fertilizantes, también se modifican las condiciones del ambiente de
crecimiento. Se busca aumentar la amplitud térmica y disminuir la frecuencia de riego.
Ambas se implementan en forma lenta y progresiva para disminuir el metabolismo de la
planta sin dañarla.
Habitualmente, el endurecimiento se practica durante las últimas semanas de cultivo,
coincidiendo con el final del período de crecimiento vegetativo de las plantas, al final del verano o
en otoño, y cuando las plantas ya han alcanzado el grado de desarrollo deseado. Hasta entonces,
las plantas deben ser cultivadas con una disponibilidad de recursos óptimos y en condiciones
adecuadas.
Para que las plantas producidas en vivero puedan establecerse exitosamente en terreno,
deben presentar ciertas características que les permitan soportar los trastornos físicos y
fisiológicos conocidos como “shock de trasplante”. Para evitar este efecto, Quiroz et al. (2009)
señalan que durante la fase de endurecimiento, una vez que las plantas han alcanzado el tamaño
deseado, deben sacarse del invernadero hacia el exterior, de modo que puedan lignificarse
gradualmente, protegiéndolas al comienzo con malla de sombra y retirarlas posteriormente para
exponerlas directamente a la intemperie.
El endurecimiento, es relativamente fácil de conseguir cuando en el vivero se cultivan
plantas de especies que forman yemas terminales o que son de hojas caducas, pero es bastante
más complejo cuando no las forman, o en especies perennes que mantiene su actividad fisiológica
durante todo el año (Escobar, 2007).
El manejo que reciban las plantas durante la fase de endurecimiento en el vivero
dependerá de las limitantes que tengan que vencer en terreno. Por ejemplo, las que se plantan en
primavera, en plena fase de crecimiento no requieren de endurecimiento y es un contrasentido
efectuarlo; por el contrario, si la plantación se hace a mediados de otoño o en invierno y en zonas
38
con heladas y/o de secano, las plantas requieren de un manejo riguroso durante la fase de
endurecimiento en el vivero.
Si las plantas son destinadas a sitios donde enfrentarán estrés hídrico, su altura se puede
controlar reduciendo el riego y modificando la fertilización como se ha indicado en los apartados
de fertilización y riego de este manual. Si además al estrés hídrico, las plantas también
enfrentaran heladas y baja temperatura, se deberá podar el tallo principal y eliminar las ramas
laterales. Las plantas podadas responden mejor al proceso de endurecimiento y son
fisiológicamente más eficientes que las no podadas (Escobar, 2007).
El endurecimiento por estrés hídrico incrementa la resistencia de las plantas a la sequía
pero los resultados de su efecto en la mejora de la supervivencia y crecimiento post transplante
no son absolutamente concluyentes. Algunas especies, muestran una reducción de la capacidad
de formar nuevas raíces al ser endurecidas por estrés hídrico, lo cual puede ser un inconveniente
ya que la formación de las mismas es importante para su establecimiento. En otras especies, en
cambio, la tendencia parece ser la contraria (Vilagrosa et al., 2006).
4.11 COSECHA Y TRANSPORTE
Las plantas se encuentran en condiciones de ser cosechadas cuando han logrado los
atributos morfológicos y fisiológicos deseados en el vivero, y se encuentran debidamente
endurecidas y en estado de reposo. Cualquier permanencia mayor o innecesaria en el sitio de
producción, se hará a costa de un deterioro fisiológico de las mismas, el cual afectará su
comportamiento en terreno.
La cosecha de las plantas del vivero y su preparación para el transporte es una labor
especialmente delicada en aquellos viveros que producen plantas a raíz desnuda. En el caso de
producción en contenedores es menos crítica, pues las plantas pueden despacharse en los
mismos contenedores en que han sido producidas, siendo esta la condición preferente para su
despacho a plantación. En esta última situación es recomendable que el sustrato este separado o
suelto de la pared del contenedor y que el contenido de agua del sustrato este a nivel de
saturación para asegurar un nivel óptimo de hidratación de las plantas.
Alternativamente, las plantas pueden ser extraídas desde los contenedores,
acomodándolas horizontalmente en cajas, o envueltas en arpilleras húmedas, evitando que sean
comprimidas para que puedan llegar en buenas condiciones a su destino final. Es conveniente que
en cada arpillera no se coloquen más de 100 plantas, dependiendo del volumen del contenedor
utilizado, de modo que no se amontonen y deteriore su follaje o raíces. Esta forma de embalaje se
puede utilizar para distancias de transporte relativamente cortas, donde el tiempo total de
traslado no supere las 12 h (Quiroz et al., 2009).
Independientemente de que las plantas se despachen con o sin sus contenedores, es
recomendable efectuar una selección de las mismas en función de su calidad (sanidad, forma,
tamaño, entre otras) y enviar a plantación lotes homogéneos de calidad aceptable.
Una vez cosechadas y adecuadamente embaladas, las plantas deben viajar en vehículos
acondicionados para transportar este tipo de producto. El transporte debe realizarse fuera del
39
período vegetativo y el plazo de entrega debe ser el más breve posible. El plazo entre la salida de
la planta del vivero y su recepción en terreno no debe exceder las 24 h.
Para las plantas producidas a raíz cubierta, normalmente se prefiere el transporte en
bandejas, debido a que las plantas mantienen forma radicular. Para ello, en las camionetas o
camiones, se construyen estructuras metálicas o de madera que permitan ordenar las bandejas
en varios niveles, de tal forma de aprovechar el espacio disponible y llevar la mayor cantidad de
plantas por viaje.
Durante el viaje, las plantas no deben ir expuestas al viento o al sol, se debe cuidar al
máximo el contenido de agua en el sustrato y al interior de las plantas. De igual modo, en el caso
de trasladarlas en camiones con repisas, se debe cuidar el espaciamiento entre los pisos, con el fin
de evitar daños mecánicos en el follaje y tallo de las plantas.
40
V. FICHAS DE PROPAGACIÓN POR ESPECIE
En esta sección se presentan fichas descriptivas con antecedentes de propagación para
especies forestales características de las zonas áridas y semiáridas de Chile. La información
presentada corresponde a antecedentes recogidos desde bibliografía especializada y a otros
generados directamente por INFOR e INIA durante el desarrollo del proyecto “Programa de
Promoción y Uso Sustentable de los Recursos Genéticos Forestales. Fase I: Zonas Áridas y
Semiáridas”. Particularmente estos últimos antecedentes corresponden a resultados de ensayos
de germinación, mediante los cuales se evaluó el efecto de distintos tratamientos
pregerminativos; y otros de viverización donde se analizó el efecto de distintos sustratos sobre la
emergencia de plantas en vivero.
El detalle de la información contenida en las fichas corresponde al siguiente:
-
Información taxonómica
Familia botánica a la que pertenece la especie, su nombre científico y los nombres
comunes por los que se la conoce.
-
Descripción botánica de la especie
Corresponde a una descripción breve para ayudar a la identificación y diferenciación de
las especies en función de características distintivas fácilmente observables.
-
Distribución y hábitat
Regiones y condiciones ecológicas donde la especie se encuentra en forma natural en el
país. Se mencionan otros países donde también se desarrolla.
-
Fenología
Se especifican los meses del año en que se desarrollan las flores (floración) y los frutos
(fructificación), información de interés para planificar la recolección de semillas.
Estado de conservación
Cuando se dispone de la información, se presenta el estado de conservación de la especie de
acuerdo a las clasificaciones de los libros rojos o la UICN (2001)1.
-
Usos
Se especifican los usos o aplicaciones conocidas de la especie, registrados en la
bibliografía.
-
1
Semillas y germinación
Unión Internacional para la Conservación de la Naturaleza
41
Antecedentes relativos a las características de las semillas, particularmente información
relacionada con su germinación y tratamientos pregerminativos para la viverización. En este
acápite se incluyen resultados de ensayos de germinación efectuados por INFOR e INIA, los cuales
se establecieron siguiendo dos protocolos generales, que en las fichas se mencionan como
“Protocolo 1” y “Protocolo 2”.
Protocolo 1: Corresponde al usado en los ensayos de germinación establecidos por INFOR
en el Laboratorio de Biología Molecular de Plantas (LBMP) perteneciente al Centro de
Estudio Avanzados en Zonas Áridas (CEAZA). Se trata de ensayos de geminación in vitro
donde se probó el efecto de diversos tratamientos pre-germinativos sobre la respuesta de
germinación de las especies analizadas. Para este fin, las semillas en estudio fueron
limpiadas en forma manual, para retirar restos de hojas y/o ramillas y luego desinfectadas
en forma superficial con hipoclorito de sodio al 5% durante 7 min.2, posteriormente
fueron enjuagadas en agua destilada estéril (ADE) y secadas en papel absorbente. Una
vez secas, se les aplicó los tratamientos pregerminativos correspondientes, para
posteriormente sembrarlas en placas de Petri en medio Agar-Agar (Winkler), e incubarlas
en una cámara de crecimiento a 21°C, con fotoperiodo de 16 h, por un periodo de tiempo
que varió dependiendo de la especie en estudio. Para cada especie, se estableció un
conjunto de cuatro repeticiones de 15 semillas por tratamiento y testigo.
Durante el ensayo se registró diariamente la germinación, considerando una semilla como
germinada cuando la radícula era visible por completo y alcanzaban al menos 2 mm de
longitud. Al final del ensayo, se determinó la capacidad germinativa (porcentaje de una
muestra de semilla que ha germinado de manera normal en un periodo de prueba
específico), la energía germinativa (porcentaje de germinación cuando la tasa de
geminación es máxima) y el periodo de energía (número de días requeridos para que se
exprese la máxima tasa de germinación); los dos últimos valores estimados mediante el
método de Czabator. Todas las variables fueron evaluadas mediante análisis de varianza y
comparación múltiple de medias por tratamiento, mediante el test de Tukey (α=0,05).
Protocolo 2: Corresponde al usado en los ensayos de germinación establecidos por INIA,
mediante los cuales se evaluó siete tratamientos pregerminativos destinados a remover la
latencia de cubierta y estimular la germinación de las especies leguminosas (Mimosaceae
y Fabaceae) consideradas en las fichas. Para este fin se limpió las semillas y se les aplicó
los tratamientos pregerminativos, para posteriormente sembrarlas en placas petri sobre
un medio de agar-agar agua (10g/l). Las placas fueron incubadas durante 30 días a 20°C,
con 70% de contenido de humedad relativa y fotoperíodo de 12 horas. Cada tratamiento,
al igual que el testigo, se constituyó de tres réplicas de 20 semillas cada una.
El monitoreo de germinación fue realizado cada 2 días, considerándose como semilla
germinada a toda aquélla, cuya radícula presentó una longitud superior a 2 mm al
momento de la revisión. Al final del ensayo se analizó el efecto de los tratamientos sobre
la capacidad germinativa. Las diferencias estadísticas fueron determinadas mediante un
análisis de varianza y las diferencias entre tratamientos, a través de una prueba de
Duncan.
2
Protocolo de desinfección superficial de semillas. Laboratorio de Patología Forestal. Universidad de Concepción.
42
-
Viverización
Incluye antecedentes referentes a la producción de plantas en vivero, recomendaciones
de métodos y procedimientos para su propagación registrados en la bibliografía y resultados de
experiencias empíricas realizadas en INFOR. Estas últimas corresponden a la evaluación del
efecto del sustrato sobre la emergencia de plantas de algunas de las especies contempladas en las
fichas. Tales experimentos se establecieron usando una metodología que en las fichas se
menciona como “Protocolo 3”.
Protocolo 3: Corresponde al utilizado en los ensayos de viverización efectuados por INFOR
para estudiar el efecto de dos sustratos (tierra de hoja y corteza compostada de pino)
sobre la emergencia y crecimiento inicial de plantas de algunas de las especies
consideradas en las fichas siguientes. Estos ensayos fueron efectuados en condiciones de
vivero, bajo sombra, en las dependencias del Instituto Forestal, Sede Diaguitas y del
Instituto Nacional de Investigación Agropecuaria (INIA-Intihuasi), ambos ubicados en la
región de Coquimbo. En estos ensayos se sembró semillas pretratadas en bandejas de
poliestireno expandido de 84 cavidades de 130 cc, limpias y revestidas en una mezcla de
latex y oxicloruro de cobre. La fertilización se llevo a cabo mediante riego directo a las
plantas usando una solución nutritiva compuesta de 50 mgL-1 de nitrógeno, 60mgL-1 de
fosforo, 100 mg L-1 de potasio, 80 mgL-1 de calcio, 40 mgL-1 de magnesio y 60 mg L-1 de
azufre.
Para cada especie se usó un diseño de bloques completos al azar, donde una bandeja con
32 semillas correspondió a la unidad experimental. Los ensayos fueron dispuestos en
cuatro repeticiones por tratamiento, donde los tratamientos correspondían a los
sustratos analizados. Al final del ensayo, se registró la Capacidad de emergencia
(porcentaje de plántulas emergidas respecto del número total de semillas sembradas por
tratamiento); la velocidad de emergencia (cociente máximo entre el porcentaje de
emergencia acumulado y el número de días en que se alcanzó dicho porcentaje); variables
dasométricas (altura y diámetro de cuello de las plantas a los tres meses de edad). Todas
las variables fueron evaluadas mediante análisis de varianza y comparación múltiple de
medias por tratamiento mediante el test de Tukey (α=0,05).
-
Propagación vegetativa
Antecedentes para la producción de plantas, cuando la bibliografía los reconoce como una
opción adecuada para la especie en cuestión.
43
5.1 ANACARDIACEAE
Nombre científico: Schinus latifolius (Gill. Ex
Lindl) Engler
Nombre común: Molle
(Fotografía: Gustavo Bolados, INIA)
Es
un
árbol
ASPECTO
GENERAL.
siempreverde, de 2 m a 10 m de altura. Su
tronco es tortuoso, profusamente ramificado
desde el nivel del suelo, con copa globosa,
ramas erectas y densamente pobladas de
hojas (Rodriguez et al., 1983). La corteza
externa es de color gris oscuro, alcanzando
diámetros a la altura de pecho (DAP) de 20
cm a 50 cm. Las hojas son simples, alternas,
ovadas, con el margen suavemente aserrado
y muy ondulado; de 3-7 x 2-5 cm, el ápice es
redondeado y la base asimétrica; el haz es de
color verde claro y la nervadura muy notoria,
el envés y el pecíolo es pubescente. Posee
flores unisexuales, pequeñas de 2 mm a 3
mm de diámetro, dispuestas en racimos
terminales o axilares, y de color amarillo
verdoso. El fruto es una drupa globosa de 3
mm a 4 mm de diámetro, inicialmente
violáceo y posteriormente negruzco. Los
frutos maduran entre diciembre y enero
(Rodriguez et al., 1983) o en enero a marzo
(Donoso y Cabello, 1978).
DISTRIBUCIÓN Y HABITAT. Crece en la zona
central de Chile, principalmente en la costa,
desde la provincia del Limarí en la Región de
Coquimbo hasta la provincia de Talca en la
Región del Maule. Rara vez se le encuentra en
la precordillera andina. Habita en las laderas
asoleadas de los cerros. Forma parte del
matorral costero donde existe cierta
humedad, especialmente en las partes más
bajas. Crece aislado o bien formando
pequeños grupos (Rodriguez et al., 1983;
www.florachilena.cl; www.chilebosque.cl).
FENOLOGÍA. Los episodios de floración han
sido registrados entre agosto y noviembre y
sus frutos maduran entre diciembre y enero
(Rodriguez et al., 1983).
ESTADO DE CONSERVACIÓN. Se encuentra
en la categoría Fuera de Peligro de
Conservación tanto en Coquimbo como en el
resto de las regiones en que habita
(Marticorena et al., 2001; Benoit, 1989).
USOS. Su madera es dura en el centro y se
empleándose en mazas de carretas, horcones
de rancho y leña. La resina blanca se usa
como antiespasmódico, también en las
cataratas de los ojos y sirve para preparar
emplastos para aliviar golpes, esguinces y
reumatismos musculares. Sus propiedades
balsámicas la hacen útil en afecciones de las
vías urinarias y en las bronquitis. La cocción
de su corteza se emplea en enfermedades
nerviosas y la de sus hojas para los miembros
tullidos por el frío y la humedad. Los brotes
nuevos comprimen las encías y limpian los
dientes. Las abejas colectan el polen y el
néctar de sus flores entre agosto y noviembre
(Montenegro, 2000).
Sus frutos se consumen frescos, al fuego dan
miel purgativa que al ser purificada con agua
caliente actúa como diurético, depurativo y
es un buen tónico para curar heridas y
44
hemorroides. También se fabrica chicha
denominada “chicha del molle”. Protección y
sombra para el ganado.
SEMILLAS Y GERMINACIÓN. Los frutos de
molle se cosechan entre enero y marzo,
conteniendo una semilla en su interior
(Motoki et al., 1998). El procesamiento de los
frutos
generalmente
comprende
el
desprendimiento y la eliminación del
exocarpio y de las impurezas. El exocarpio se
desprende fácilmente por frotamiento, ya
que es delgado y quebradizo. Al sembrar las
semillas, la cubierta corresponde al
mesocarpio, el endocarpio no constituye una
barrera mecánica a la expansión del embrión.
Las semillas limpias pueden almacenarse en
frío por más de una temporada. Según
análisis el número de semillas por kilogramo
varía entre 25.000 y 28.000, respondiendo a
la estratificación fría para su germinación
(Donoso y Cabello, 1978). Como tratamiento
pregerminativo, Motoki et al. (1998)
recomiendan depositar las semillas en un
recipiente con agua a 60°C y dejarlas remojar
en ella durante 48 h. La germinación es
epigea y se comienza a manifestar 20 días
después de la siembra, alcanzando valores
bajos, del orden del 5%.
De acuerdo con Donoso y Cabello (1978)
ensayos de germinación de semillas de molle,
montados en discos petri, en oscuridad, a
25°C no germinan, mientras que en
germinadora infrarroja, a la misma
temperatura y con luz natural, obtiene una
germinación de 2%. Los mismos autores
indican que la especie responde a la
estratificación fría, pero no entregan datos de
germinación
ni
de
duración
del
pretratamiento.
VIVERIZACIÓN. Los frutos se maceran para
liberar a la semilla de la pulpa. Estas se
siembran en otoño o invierno para que las
bajas temperaturas estimulen la germinación.
Se recomienda sembrarlas en almácigos,
usando como sustrato una mezcla 1:1 de
tierra de hoja y arena (sustrato franco
arenoso) y luego repicar las plantas a
contenedores individuales con el mismo
sustrato cuando presentan dos hojas
verdaderas. Alternativamente se puede usar
como sustrato, tanto para el almacigo como
para los contenedores individuales, una
mezcla de tierra común con compost de
eucalipto y arena, en proporción de 3:2:1. El
crecimiento en vivero es relativamente
rápido, alcanzando en una temporada (9
meses) un tamaño adecuado para su
establecimiento en terreno.
De acuerdo a la experiencia en vivero, las
semillas deben sembrarse en otoño o en
invierno, para que las bajas temperaturas
estimulen la germinación. Es recomendable
sembrarlas en cajas de almácigos y luego
repicar las plántulas a recipientes.
45
Nombre científico: Schinus montanus (Phil.) Engler
Nombre común: Muchi, Litrecillo
(Fotografía: Darian Stark, INIA)
ASPECTO GENERAL. Arbusto de alrededor de 2
m. de altura con ramas lisas, glabras,
cenicientas. Hojas persistentes, alternas,
simples, coriáceas, lámina anchamente aovada,
obtusa o ligeramente apiculada en la parte
superior, ondulada en el margen, de 2 cm a 3,5
cm. de largo por 1,5 a 2,8 cm. de ancho.
Inflorescencias en racimos densos, más cortos
que las hojas; flores unisexuales o
hermafroditas, pentámeras, pequeñas blancas
crema. Su fruto es una drupa globosa violácea,
de hasta 6 mm de diámetro.
DISTRIBUCIÓN Y HABITAT. Especie endémica
de Chile, que crece en las montañas bajas de la
zona central, especialmente entre las regiones
de Valparaíso y Metropolitana. Crecen en
zonas de secano, con períodos sin
precipitaciones de 3 a 5 meses. Es una especie
que resiste bajas temperaturas hasta -8°C,
puede tolerar nevazones ocasionales y
cobertura por nieve durante un par de
semanas al año. Puede crecer en zonas donde
las precipitaciones varían entre los 400 mm y
800 mm anuales, concentrándose en invierno.
ESTADO DE CONSERVACION. Según la UICN
(2001) se encuentra fuera de peligro de
conservación
USOS. Valor Ornamental
Estudios
SEMILLAS
Y
GERMINACION.
realizados por INFOR (Protocolo 1) señalan que
la estratificación fría en arena, por 4 semanas a
5°C, de semillas de S. montanus tiene un efecto
significativo (P<0,05) para promover su
germinación, respecto a semillas sin estratificar
(Figura 7). Después de 35 días de sembradas
en medio agar-agar, las semillas tratadas
registraron una germinación de 25%, mientras
que el testigo sin estratificar sólo alcanza un
5%. La máxima germinación de las semillas
tratadas se alcanza a los 32 días y corresponde
a 12%, mientras que en el caso de las semillas
sin tratar el periodo de energía es de 8 días y la
energía germinativa de sólo 3%.
46
Schinus montanus
30
Estratificación fría en arena
Sin estratificación
Germinación (%)
24
18
12
6
0
1
3
5
7
9
11
13
15
17
19
21
23
25
27
29
31
33
35
Tiempo (días)
FIGURA N°7
GERMINACIÓN ACUMULADA DE SEMILLAS ESTRATIFICADAS
Y SIN ESTRATIFICAR DE Schinus montanus
VIVERIZACIÓN. De acuerdo con resultados de
INFOR (Protocolo 3), el uso de corteza
compostada de pino o de tierra de hojas, como
sustrato de siembra para semillas estratificadas
de Schinus montanus, no tiene efecto
estadísticamente significativo sobre el
porcentaje de emergencia, la velocidad de
emergencia y la altura a los tres meses de las
plantas (Cuadro 2). En el caso del diámetro de
cuello, el valor es estadísticamente mayor en
tierra de hoja (0,94 mm) que en corteza
compostada (0,79 mm).
Cuadro N° 2
EMERGENCIA, ALTURA Y DIÁMETRO DE CUELLO DE PLANTAS DE Schinus montanus SEMBRADAS EN
CORTEZA DE PINO COMPOSTADA (CPC) Y TIERRA DE HOJAS (TH)
Emergencia de
plántulas (%)
TH
CPC
25
(A)
13,2
(A)
Velocidad de
emergencia (%)
TH
CPC
22
(día 41)
11
(día 40)
Altura a los 3
meses (cm)
TH
CPC
4,50
(A)
4,0
(A)
Diámetro de cuello a
los 3 meses (mm)
TH
CPC
0,94
(B)
0,79
(A)
Letras distintas entre valores de una misma variable indican diferencias significativas (alfa= 0,05)
47
Nombre científico: Schinus polygamus (Cav.) Cabrera
Nombre común: Huingán, Borocoi, Boroco
(Fotografía: Gustavo Bolados, INIA)
ASPECTO GENERAL. Es un arbusto dioico,
siempreverde, que alcanza una altura de 2,5 a
3 m. Presenta un tronco tortuoso, ramificado
desde cerca de la base. Sus ramas son glabras,
cilíndricas, largas, delgadas y terminan en
espinas. La especie se caracteriza por ser
extremadamente polimorfa en cuanto a forma,
tamaño y disposición de sus hojas. La corteza
externa es de color gris y rugoso. Las hojas son
simples, alternas o verticiladas, de forma muy
variable, generalmente oblongas, con láminas
de 1,5-2,5 cm x 0,5-1,5 cm, margen entero e
irregular, ápice redondeado, base atenuada y
pecíolos rojos de 1 mm a 5mm de largo, a
veces sésiles. Sus flores son unisexuales de 4
mm a 5 mm de diámetro dispuestas en racimos
axilares densos. El cáliz está formado por 4-5
sépalos, la corola se compone de 4-5 pétalos;
las flores masculinas poseen 10 estambres. El
fruto es una drupa globosa de color violeta a
negro, de 3 mm a 5 mm de diámetro.
DISTRIBUCIÓN Y HABITAT. Crece en la zona
mediterránea de Chile, entre las Regiones
Atacama y Los Ríos, preferentemente sobre
suelos pobres, áridos y asoleados, tanto en las
partes baja como a grandes alturas en ambas
cordilleras. Es una especie frecuente del
matorral xerofítico y mesofítico del valle
central. También se le encuentra en Argentina,
Brasil, Perú y Uruguay.
FENOLOGÍA. Florece desde octubre a
diciembre y los frutos maduran entre enero y
marzo (Donoso y Cabello, 1978; Rodríguez et
al., 1983).
USOS. Es una especie ornamental, también se
usa para leña y cercos vivos. De sus frutos se
prepara chicha o aguardiente; la resina de su
tronco se usa como digestivo y purgante.
SEMILLAS Y GERMINACION. Los frutos se
colectan entre febrero y marzo. El número de
semillas por kilogramo fluctúa entre 47.000
(Motoki et al., 1998) y 100.000 (Donoso y
Cabello, 1978). La germinación es epigea,
recomendándose remojar las semillas en agua
a 60 °C y dejándolas enfriar por 48 h antes de
la siembra. Con este tratamiento la
germinación comienza a manifestarse a los 14
días y alcanza valores de hasta 26% (Motoki et
al.,
1998).
Semillas
sin
tratamiento
pregerminativo, dispuestas en germinadora
Jacobsen, a temperaturas entre 10 y 25°C
alcanzan una capacidad germinativa de 12%
(Donoso y Cabello, 1978).
48
VIVERIZACIÓN. Las semillas pretratadas se
siembran en invierno en almacigueras, usando
como sustrato una mezcla de tierra común,
compost de eucalipto y arena en proporción de
3:2:1. La corteza compostada de pino también
puede ser un sustrato adecuado para producir
plantas de esta especie. El repique a
contenedores individuales se realiza cuando las
plántulas exhiben el primer par de hojas
verdaderas.
49
Nombre científico: Lithraea caustica (Molina) Hook. Et Arn.
Nombre común: Litre
(Fotografía: Gustavo Bolados, INIA)
ASPECTO GENERAL. El litre es un árbol o
arbusto dioico, que puede alcanzar alturas de
hasta 10 m a 15 m, excepcionalmente 20 m,
aunque la situación más frecuente como
arbusto es de 1,5 m a 4 m. Su corteza posee
canales resiníferos como también en los rayos
medulares del xilema. Presentan resina con el
componente Urushiol que produce alergias
severas, las que pueden llevar a la muerte por
shock anafiláctico. Presenta hojas simples,
alternas, coriáceas, glabras o pubescentes,
ovales, con margen entero, ondulado,
nervadura nítida, ápice agudo, y pecíolo de 3
mm. En el haz son de color verde profundo,
algo opaco y en el envés más claras de 2,5 cm a
6 cm de longitud y 2 cm de ancho. Son
polígamas o dioicas, se agrupan en panojas, de
5 cm a 6 cm de longitud, terminales y axilares,
con pedúnculos cubiertos de pubescencia
rojiza y bractéolas de 2 mm de largo (Cabrera,
1938). El fruto es una drupa globosa,
comprimida de 5 mm a 8 mm de diámetro, de
color amarillo blanquecino, liso y brillante;
madura entre febrero y marzo y permanece
durante largo tiempo en la rama. Las semillas
son lenticulares café, ligeramente rugosas de
4,5 mm a 5,5 mm de largo (Rodriguez et al.,
1983).
DISTRIBUCIÓN Y HABITAT. Es una especie
endémica de Chile, donde se distribuye desde
la provincia de Limarí en la Región de
Coquimbo, hasta la provincia de Malleco en la
Región de La Araucanía, especialmente en la
Cordillera de la Costa y Precordillera de Los
Andes. Es una especie xerófita que crece
especialmente en las laderas y lugares
abiertos.
FENOLOGÍA. Florece de septiembre
diciembre y su polinización es entomófila.
a
ESTADO DE CONSERVACIÓN. Según la UICN
(2001) está en la categoría de riesgo más bajo.
USOS. Su madera es muy dura y usada
tradicionalmente para confeccionar estribos y
ruedas de carreta; proporciona además una
leña de excelente calidad y se explota
considerablemente para fabricar carbón. Sus
flores
producen
abundante
néctar,
considerándose una especie melífera. Sus
frutos dulces y abundantes eran usados para
preparar dulces y chicha. Su hojarasca
descompuesta se conoce como “tierra de
litre”, la que es altamente demandada para
jardinería. En la actualidad una de sus
principales aplicaciones se encuentra en la
50
recuperación de terrenos degradados de la
región semiárida de Chile.
SEMILLAS Y GERMINACION. El litre se
multiplica por semillas. Los frutos con las
semillas se colectan entre febrero y marzo. El
número de semillas por kilogramo fluctúa
entre 15.000 y 19.000 unidades (Donoso y
Cabello, 1978). Estas presentan una
germinación epigea y una latencia mixta
compleja.
La latencia exhibida por las semillas es una
combinación de efectos físicos, mecánicos y
fisiológicos. Los dos primeros son consecuencia
de un mesocarpo céreo y grueso, impermeable
al agua, y por un endocarpo óseo, sin suturas,
que restringe el paso de agua y la expansión
del embrión. La latencia fisiológica es leve y se
debería a la baja permeabilidad a los gases
presentada por el endosperma y/o por la testa
(Cabello, 1979).
Ensayos de germinación con semilla sin pretratamiento, efectuados por Donoso y Cabello
(1978) permitieron obtener capacidades
germinativas de 0% en los 30 días de un ensayo
montado en discos petri, en oscuridad y a 25°C
de temperatura. En otro ensayo montado en
germinadora infrarroja, con luz natural y la
misma temperatura, obtuvieron una capacidad
germinativa de 56%, pero después de 6 meses
de evaluación, concluyendo la presencia de
latencia y sugiriendo que las semillas pueden
responder a tratamientos de remojo en ácido
sulfúrico por 3 h o más. Un completo estudio
de la germinación de litre y del efecto de
distintos tratamientos pregerminativos se
encuentra en Cabello (1979).
Del estudio se concluye que los tratamientos
más efectivos corresponden a aquellos mixtos
que combinan remojo en ácido sulfúrico por 8
h, seguido de estratificación fría por 7, 15 y 30
días. Con ellos se obtiene, respectivamente:
58, 45 y 42% de capacidad germinativa,
observándose que esta disminuye al aumentar
el período de estratificación y sugiriéndose
probar remojos más largos combinados con
estratificación de 7 días.
VIVERIZACIÓN. Las semillas pre-tratadas se
siembran en invierno en almacigueras, usando
como sustrato una mezcla de tierra común,
compost de eucalipto y arena en proporción de
3:2:1. La corteza compostada de pino también
puede ser un sustrato adecuado para producir
plantas. El repique a contenedores individuales
se realiza cuando las plántulas exhiben el
primer par de hojas verdaderas.
51
5.2 ARECACEAE (PALMAE)
Nombre científico: Jubaea chilensis (Mol.) Baillon
Nombre común: Palma chilena
(Fotografía: Gustavo Bolados, INIA)
ASPECTO GENERAL. Es un árbol que puede
llegar a vivir más de 1.000 años, medir hasta 30
m de altura, alcanzando diámetros entre 80 cm
a 1,1 m. Es una especie monocotiledónea
endémica de Chile y la palma más austral del
mundo (Arrué, 2000; Forcelledo, 2006). Su
corteza es muy dura, de color ceniciento,
cubierta de cicatrices rómbicas, causadas por el
desprendimiento de las hojas (Rodriguez et al.,
1983), dispuestas en forma helicoidal, a lo
largo de todo el estípite; presenta grietas
superficiales longitudinales y transversales,
principalmente en el tercio inferior del estípite
(Senerman, 1970). Las hojas son perennes,
pinnadas, coriáceas, de 2 m a 4 m de largo por
0,5 m a 0,6 m de ancho.
Las flores son unisexuales y se presentan en
inflorescencia, diclina - monoicas, sésiles,
dispuestas sobre numerosas ramas delgadas y
tortuosas. En la parte basal de la inflorescencia
van flores de ambos sexos y en su parte
superior sólo las masculinas. Los frutos
maduran entre enero y marzo, corresponde a
una drupa ovoide, de 3 cm a 4 cm de largo,
cónica, de mesocarpo carnoso. El endocarpo es
duro, lignificado, esférico de 2 cm a 2,5 cm de
diámetro. En su interior se encuentra una
semilla esférica de 2 cm a 2,5 cm de diámetro,
hueca, la cual es comestible (Arrué, 2000;
Forcelledo, 2006). El número aproximado de
semillas por kilogramo (frutos sin pulpa) es de
372 unidades, mientras que los frutos (frutos
con pulpa) llegan a las 145 unidades por
kilogramo.
DISTRIBUCIÓN Y HABITAT. Su distribución
original era desde el sur del Río Limarí hasta los
alrededores de Curicó en la Cordillera de la
Costa. Actualmente su área de distribución se
encuentra reducida, concentrándose en los
Palmares de La Campana, Ocoa y Cocalán que
son zonas protegidas para la conservación de la
especie (Forcelledo, 2006). La especie habita
en fondos de valles, desde el nivel del mar
hasta los 1.500-1.600 msnm; en quebradas
sombrías y húmedas; en sectores altos, secos y
soleados; demostrando que la especie posee
una gran resistencia a la sequía.
ESTADO DE CONSERVACIÓN. Su estado de
conservación se clasifica en la categoría de
especie vulnerable. En su condición actual es
una especie poco frecuente, aunque no es
difícil encontrar poblaciones densas en los
sectores donde se presenta en forma
preferencial (Arrué, 2000).
USOS. La savia se utiliza para la producción de
miel, la que se obtiene a partir de incisiones en
el tronco o por la corta del árbol.
Su fruto es utilizado para confitería y
pastelería, de él se extrae un aceite de alta
52
calidad que se utiliza para la fabricación de
cosméticos y jabones.
Las hojas son utilizadas para la fabricación de
cestas y artesanías. Posee también un
importante valor ornamental que la ha llevado
a estar presente en parques, plazas y jardines
desde Copiapó hasta Frutillar.
SEMILLAS Y GERMINACION. La semilla de
palma presenta una latencia fisiológica
profunda, la cual se asocia a la barrera
impuesta por los tejidos del endocarpo óseo,
testa y endosperma a la oxigenación del
embrión y al retraso que provocan para que
este absorba el agua requerida para iniciar su
germinación. En efecto, la remoción de estas
cubiertas mejora considerablemente la
activación de los embriones, mientras que en
semillas
intactas
la
germinación
es
considerablemente más lenta. Cabello e
Infante (1994), demuestran mediante ensayos
que el endocarpo sólo retrasa la absorción de
agua, pero no la impide, ni restringe la
expansión del embrión, postulando que la
latencia de la semilla se debe a la
impermeabilidad al paso de oxígeno hasta el
embrión, impuesta por la testa y el
endosperma.
Numerosas referencias establecen que la
germinación de la palma chilena se caracteriza
por ser irregular y lenta, lo que es un problema
serio para su propagación en vivero. La
germinación puede tardar entre uno y cuatro
años en manifestarse, aún en cocos sometidos
a tratamientos pregerminativos.
La capacidad germinativa fluctúa entre 2 y 8%
después de 12 a 15 meses de la siembra,
llegando a 24% en dos años (Cabello, 1987, cit.
por Arrué, 2000). Cabello (1990), logró alcanzar
una capacidad germinativa en vivero de 68,7%
en 21 meses, sin aplicar ningún tratamiento
pregerminativo, verificándose la germinación
un año después de la siembra y observando
que el 44,2% de las semillas lo hicieron entre
primavera y comienzos de verano. Por su
parte, Angulo (1985) señala una capacidad
germinativa de 5% en el primer año y hasta un
60% durante el segundo, indicando que la
germinación continúa manifestándose hasta
por cuatro años.
Experiencias realizadas por Infante (1989, cit.
por Forcelledo, 2006) permitieron obtener una
capacidad germinativa de 68,67% en seis
meses, sometiendo los frutos maduros a una
temperatura de 30 °C, en bolsas de polietileno
cerradas y sin sustrato. Vega (2001, cit por
Forcelledo, 2006) sometió semillas a remojo
durante 24 h en Ethrel (5000 ppm),
posteriormente las almacenó en bolsa
transparente durante 20 y 60 días y después
las sembró en aserrín, obteniendo una
capacidad germinativa de 6,3% y 5,7% en los
406 días de duración de la experiencia.
Arrué (2000) obtuvo en 6 meses una capacidad
germinativa de 24,2% sembrando la semilla en
una mezcla de maicillo más aserrín, mientras
que en la siembra realizada en aserrín puro
logro un 19,9%.
Al
someter
la
semilla
a
distintas
concentraciones de peróxido de hidrógeno, los
mejores resultados obtenidos fueron con una
concentración de 20 volúmenes por un tiempo
de 120 h, lográndose una capacidad
germinativa del 11%, iniciándose la
germinación al cabo de una semana
(Forcelledo, 2006)
El etileno es una hormona que juega un rol
importante en el proceso de germinación y
ruptura de latencia de las semillas. Para
facilitar el uso práctico del etileno y de superar
las dificultades de su aplicación en forma de
gas, se han desarrollado compuestos que
permiten liberar esta hormona.
Forcelledo
(2006)
realizo
diferentes
tratamientos pre germinativos, y los que
arrojaron los mejores resultados fueron:
-Semillas remojadas en ácido sulfúrico por 10
min y sembradas en una mezcla de maicillo y
53
aserrín (1:1) permitió alcanzar un 7,4% de
capacidad germinativa a los 375 días de la
siembra; y remojo de las semillas en Ethrel
(5.000 ppm) durante 24 h, depositadas en
bolsas negras por 22 días y posteriormente
sembradas en compost de corteza, alcanzando
un 13% capacidad de germinativa a los 179 días
de la siembra.
VIVERIZACIÓN. Las semillas deben ser
sembradas rápidamente cuando están
maduras y frescas sin permitir que se sequen
en ningún momento. Las semillas pueden ser
preparadas para la siembra de diferentes
maneras: (i) escarificándolas con lija áspera; (ii)
remojándolas en agua por uno o dos días; o
utilizando
los
mejores
tratamientos
pregerminativos indicados. Cualquiera sea el
método utilizado, se requieren temperaturas
de 25°-30°C. La germinación tardará entre 2 y
12 meses. Las semillas deben ser sembradas en
contenedores profundos que permitan el buen
desarrollo
del
sistema
radicular,
alternativamente pueden sembrase en cajones
almacigueros y posteriormente cuando
emergen las hojas repicarlas a contenedores
(Hechenleitner et al., 2005). El período de
viverización demanda más de una temporada
antes de poder llevar las plantas a terreno
(Cabello, 1987).
MICROPROPAGACIÓN. Se ha efectuado cultivo
in vitro de embriones extirpados lográndose
una germinación de hasta 75% dependiendo
del medio nutritivo y de la temperatura
utilizada. Los mejores resultados se logran con
temperaturas de incubación de 30 °C (Cabello e
Infante, 1986 cit. por Arrué, 2000). Por su
parte, Yuri (1985, cit por Forcelledo, 2006),
logró al cabo de 30 a 40 días que el 25% de los
embriones
cultivados
estuvieran
en
condiciones adecuadas para poder ser
trasplantados a macetas. Este autor indica que
se logra acelerar el proceso de germinación en
forma considerable, sin embargo destaca que
el problema es el establecimiento definitivo de
las plantas, ya que la mayor limitante es que
los porcentajes de supervivencia son muy
bajos. Infante (1989, cit. por Forcelledo, 2006)
cultivó embriones in vitro a 30 °C en sustrato
agar- agua, logrando capacidades germinativas
de 48 a 52% en dos meses. El mejor de estos
resultados fue utilizado para obtener plántulas
in vitro, las que fueron trasladadas a sustrato
franco arenoso, obteniéndose con ellas un
76,5% de supervivencia en los 45 días de
control.
54
5.3 ASTERACEAE
Nombre científico: Proustia ilicifolia (Hook. & Arn. frm. Baccharoides)
Nombre común: Huañil
(Fotografía: Gustavo Bolados, INIA)
ASPECTO GENERAL. Es un arbusto de hasta 3
m de altura por 2 m de diámetro. Presenta una
velocidad de crecimiento mediana. Posee hojas
coriáceas, alternas, sésiles, de borde dentados
espinosos y con yemas lanosas. Se caracteriza
porque sus ramas florales no terminan en
espinas. Las flores son panojas de capítulos con
flores iguales, tubulosas y blancas.
DISTRIBUCIÓN Y HABITAT. El Huañil se
distribuye desde la región de Coquimbo a la
Metropolitana, crece en suelos secos,
pedregosos, a pleno sol.
FENOLOGÍA. Su floración comienza entre el
tercer y quinto año y florecen en verano. Su
flor es un aquenio con vilano blanco que
madura en otoño (Riedemann y Aldunate,
2006).
ESTADO DE CONSERVACIÓN: Fuera de Peligro
(Squeo et al., 2008)
USOS: Planta de bajo valor ornamental
(chileflora, 2012).
SEMILLAS Y GERMINACION. Las semillas de
huañil, al igual que muchas asteráceas,
presentan abundante vilano o papus que
permiten que las semillas sean diseminadas
por el viento a modo de pelusas. Cada
individuo produce gran cantidad de semillas,
aunque se caracteriza por presentar un gran
porcentaje de semillas inviables.
Según resultados de INFOR (Protocolo 1), las
semillas de esta especie presentan una buena
germinación alcanzándose un 90% de
capacidad germinativa con semillas remojadas
en agua por 48 horas. La tasa máxima de
germinación es de 81% y se obtiene a los 13
días. Por el contrario los tratamientos de
remojo en giberelinas resultan de efecto
negativo, reduciendo significativamente la
capacidad de germinación.
VIVERIZACIÓN. Se propagan en otoño, por
semilla en almácigos estratificados, en
proporción de 1:1:1 de mezcla de compost,
arena y tierra de hoja. Cuando las plántulas
presentan al menos dos hojas verdaderas se
repican a bolsas, con la misma mezcla.
También se pueden multiplicar en invierno por
estaca con hormonas enraizantes, ya sea en
cámara de frío o directamente al suelo
(Riedemann y Aldunate, 2006). Respecto a los
sustratos de viverización, los resultados
aportados por INFOR (Protocolo 3) indican que
la tierra de hoja resulta significativamente
mejor (P‹0,05) que la corteza de pino en lo que
respecta a porcentaje de emergencia de
plantas y velocidad de emergencia. Por el
contrario el tamaño de las plantas, expresado
como altura y diámetro de cuello, no presenta
55
diferencias
estadísticamente
significativas
entre los dos sustratos anteriores (Cuadro 3).
Cuadro N° 3
EMERGENCIA, ALTURA Y DIÁMETRO DE CUELLO DE PLANTAS DE Proustia ilicifolia SEMBRADAS EN
CORTEZA DE PINO COMPOSTADA (CPC) Y TIERRA DE HOJAS (TH)
Emergencia de
plántulas (%)
TH
CPC
40
(B)
0,5
(A)
Velocidad de
emergencia (%)
TH
CPC
68
(día 21)
2,2
(día 11)
Altura a los 3
meses (cm)
TH
CPC
0,6
(A)
0,55
(A)
Diámetro de cuello a
los 3 meses (mm)
TH
CPC
0,13
(A)
0,15 (A)
Letras distintas entre valores de una misma variable indican diferencias significativas (alfa= 0,05)
56
5.4 BORAGINACEAE
Nombre científico: Cordia decandra (Hook. & Arn.)
Nombre común: Carbonillo, Carbón, Carboncillo
(Fotografía: Gustavo Bolados, INIA)
ASPECTO GENERAL. Es un arbusto xerofítico
pequeño, de hasta 4 metros de altura, que a
veces presenta hábito arbóreo. Posee una copa
densa y redondeada, con fuste tortuoso de
hasta 20 cm de diámetro. Posee corteza rugosa
de color gris ceniciento. Sus hojas son
perennes, simples coriáceas, lanceoladas, de 3
cm a 5 cm de largo por 4 mm a 7 mm de ancho,
con la cara superior áspera y oscura y la
inferior verde ceniciento a blanquizco. Las
flores son hermafroditas, de 2,5 cm a 3 cm de
diámetro, blancas, muy vistosas, agrupadas en
panículas en el extremo de las ramas. Su fruto
una drupa leñosa, seca, de color café y
aproximadamente 1 cm de diámetro. Las
semillas se presentan de 2 a 3 por fruto, son
triangulares y de color blanco (viarural, 2010).
DISTRIBUCIÓN Y HABITAT. Es endémico de
Chile, donde se distribuye tanto en el litoral
como en el interior, hasta los 1.500 m de
altitud, desde el sur de la Región de Atacama,
en los alrededores de Copiapó hasta la Región
de Coquimbo, de preferencia se ubica en
laderas bajas, pedregosas y en llanos
suavemente ondulados de las serranías, fuera
de la influencia costera (Rodríguez et al., 1983).
FENOLOGÍA. El periodo de floración se
manifiesta entre septiembre y diciembre. Su
maduración es rápida y ocurre entre enero y
febrero.
ESTADO DE CONSERVACIÓN. Su estado de
conservación corresponde a la categoría
Vulnerable de acuerdo con Benoit (1989), sin
embargo la clasificación de Squeo et al., (2008),
en el libro rojo de la región de Atacama la
considera como Fuera de Peligro.
USOS. Es una especie de aplicación ornamental
y melífera, debido a su abundante y atractiva
floración. También se usa para obtención de
carbón y leña, situación que representa la
principal causa de la disminución de sus
poblaciones, particularmente en el Norte de su
distribución.
SEMILLAS Y GERMINACION. Las semillas de
carbonillo, al ser sembradas en arena húmeda,
y sometidas a temperatura de 25 °C en cámara
de cultivo, exhiben una capacidad germinativa
de hasta el 90%. Cabello (1987) señala que en
laboratorio las semillas sin tratamiento
pregerminativo expresan una capacidad de
germinación que varía entre 6 y 88%, con un
valor promedio de 41%. La máxima velocidad
de germinación se manifiesta entre los 15 y 55
días de iniciado los ensayos.
VIVERIZACIÓN. La propagación en vivero de
esta especie no presenta dificultad, sin
embargo las plantas deben protegerse de las
heladas y recibir aplicaciones preventivas de
fungicida. En una temporada de vivero las
plantas pueden alcanzar entre 30 cm y 60 cm
de altura (Cabello, 1987).
Si se deja el fruto en agua hasta que este
comience a abrir, y luego se siembra en un
suelo con buen drenaje, después del mes
germina el 90% de las semillas. Son muy
sensible al repique (Chile bosque, 2010).
57
Ensayos efectuados por INFOR (Protocolo 3)
concluyen una baja tasa de emergencia de
plántulas
y
ausencia
de
diferencias
significativas respecto a crecimiento a los tres
meses de edad, al viverizar Cordia decandra en
tierra de hoja y corteza compostada de pino
(Cuadro 4).
Cuadro N°4
EMERGENCIA, ALTURA Y DIÁMETRO DE CUELLO DE PLANTAS DE CORDIA DECANDRA SEMBRADAS EN
CORTEZA DE PINO COMPOSTADA (CPC) Y TIERRA DE HOJAS (TH)
Emergencia de
plántulas (%)
TH
CPC
6
(A)
5
(A)
Velocidad de
emergencia (%)
TH
CPC
3,8
(día 60)
4
(día 25)
Altura a los 3
meses (cm)
TH
CPC
7,1
(A)
10,2
(A)
Diámetro de cuello a
los 3 meses (mm)
TH
CPC
1,97
(A)
1,7
(A)
Letras distintas entre valores de una misma variable indican diferencias significativas (alfa= 0,05)
58
5.5 BUDLEJACEAE
Nombre científico: Buddleja globosa Hope
Nombre común: Matico, Pañil, Palquín
(Fotografía: Gustavo Bolados, INIA)
ASPECTO GENERAL. El matico es un arbusto
o árbol pequeño de hasta 4 m de altura, de
tronco delgado, blando y muy ramificado,
con ramas angulosas o estriadas cubiertas
por un tomento blanquecino. Sus hojas son
perennes, simples, con pecíolo corto,
nervadura muy notoria, especialmente el
nervio medio, lámina de 5-20 cm x 1,5-4,4
cm, aovadas-lanceoladas, de margen
crenulado, de color verde oscuro y glabras en
la cara superior y más claras y cubiertas por
un tomento denso en la inferior. Sus flores
son hermafroditas, de color amarillo
anaranjado, dispuestas en densas cabezuelas
globosas, pedunculadas, de 1,5 cm a 2 cm de
diámetro. Sus frutos son cápsulas bivalvas
reunidas en cabezuelas, en cuyo interior se
encuentra una gran cantidad de pequeñas
semillas poliédricas, de aproximadamente 1
mm de diámetro y que se dispersan por el
viento (Rodríguez et al., 1983; Voguel et al.,
2008).
DISTRIBUCIÓN Y HÁBITAT. En Chile crece
desde la provincia del Choapa, en la Región
de Coquimbo hasta la Isla de Chiloé en la
Región de Los Lagos, llegando hasta los 2.000
msnm en la cordillera andina. También crece
en forma natural en Perú y Argentina. Se
desarrolla sobre una diversidad de suelos,
prefiriendo aquellos húmedos y de buen
drenaje. No tolera la sombra y se le
encuentra preferentemente en matorrales
abiertos o bordes de caminos, incluso
expuesto a ambientes marinos (Doll et al.,
2003; Rodríguez et al., 1983).
FENOLOGÍA. La floración se inicia en
primavera y se extiende hasta mediados del
verano.
USOS. Las hojas del matico se emplean
profusamente en medicina popular, como
diurético, anti-inflamatorio, antiséptico local,
cicatrizante y en la curación de úlceras
digestivas; los extractos de las hojas
remojadas en agua tibia se aplican en la
limpieza de ojos y aseo de heridas, tanto en
humanos como en animales domésticos.
También se usa como pigmento de
coloración parda. Por otra parte, numerosos
metabolitos secundarios, como terpenos,
flavonoides, taninos y alcaloides se han
extraído de sus hojas, tallos y raíces,
verificándose parcialmente la actividad
biológica de estos (Doll et al., 2003; Voguel
et al., 2008).
Las propiedades mencionadas han difundido
extensamente el cultivo de matico fuera de
su área de distribución natural (Doll et al.,
2003; Rodriguez et al., 1983).
SEMILLAS Y GERMINACIÓN. La semilla de
matico es muy pequeña, estimándose que
59
existen entre 1 a 1,5 millones de unidades
por kilogramo, se recolecta entre los meses
de febrero y mazo (Vogel et al., 2008).
El remojo en agua fría por 48 h puede
favorecer la germinación, la cual comienza a
manifestarse 10 a 12 días después de la
siembra y se extiende hasta por 30 días.
VIVERIZACIÓN. Se multiplica fácilmente en
forma vegetativa mediante enraizamiento de
estacas. También se propaga por semillas
pero los resultados son erráticos (Vogel et
al., 2008). La siembra debe ser superficial,
utilizando semilla pretratada de acuerdo a lo
indicado en el punto anterior. Debido a su
pequeño tamaño se recomienda mezclar las
semillas con arena, lo que permite
homogenizar su distribución sobre la
superficie de los cajones almacigueros.
En el primer mes las plantas alcanzan una
altura de hasta 5 cm, con uno o dos pares de
hojas. En este estado conviene repicarlas a
contenedores individuales, actividad que
debe efectuarse bajo semisombra y con
abundante humedad. Como sustrato se
puede usar una mezcla de arena gruesa con
tierra de hoja, en proporciones que varían
entre 1:1 y 1:4. Después de efectuado el
repique es importante asegurar un riego
frecuente, que en verano debe ser diario
(Voguel et al., 2008).
Las plantas se mantienen en vivero hasta su
establecimiento definitivo en terreno. Para
plantar en primavera (agosto-septiembre) se
siembra en enero y se repica a macetas en
marzo. Si las plantas se mantienen por más
tiempo en vivero, pueden efectuarse podas
de raíz y aérea de hasta un tercio de su
biomasa, lo que aumenta la formación de
brotes y hojas nuevas (Vogel et al., 2008).
PROPAGACIÓN VEGETATIVA. Se multiplica
fácilmente por estacas, induciendo su
enraizamiento con ácido indolbutírico (AIB)
(Wolf, 2001; Oyanedel, 2002; Doll et al.,
2003; Voguel et al., 2008). Constituyendo
una interesante alternativa para multiplicar a
individuos de destacado valor productivo.
60
5.6 CELASTRACEAE
Nombre científico: Maytenus boaria Mol.
Nombre común: Maitén
(Fotografía: Gustavo Bolados, INIA)
ASPECTO GENERAL. Es un árbol que puede
alcanzar hasta los 20 m de altura, pero que
corrientemente sólo alcanza hasta 12 m a 15 m
de altura lo que depende de la latitud,
longitud, altitud y condiciones particulares del
sitio. El tronco crece generalmente en forma
recta y cilíndrica. Su corteza es gris cenicienta a
gris oscura. Sus hojas son perennes de borde
aserrado fino, lanceoladas a oval-lanceloladas,
muy agudas en ambos extremos, pero
variables en forma y tamaño. Sus flores son
numerosas y pequeñas, de color amarillo
verdoso, ubicadas en las axilas de las hojas. Es
dioica, con flores femeninas rudimentarias en
arboles macho, los que no producen frutos y
con flores masculinas rudimentarias en los
arboles hembras que son los productores de
frutos. Sus frutos son capsulas pequeñas
biloculadas, con forma de pepa de uva (semilla)
que se abren longitudinalmente dejando al
descubierto una o dos semillas erectas
cubiertas por un arilo de color rojo o naranjo
brillante que las cubre totalmente.
DISTRIBUCIÓN Y HABITAT. El Maitén es un
árbol frecuente en los bosques templados
lluviosos o subantárticos de Chile y Argentina,
pero también se encuentra en Rio Grande do
Sul en Brasil. Posee una clara plasticidad frente
al clima y factores medio-ambientales en
general. Se encuentra desde climas áridos-
semidesérticos en el Norte, pasando por el
clima mediterráneo en todas sus variantes y
gradientes, hasta el clima oceánico templado
húmedo y templado seco, y en los climas de
altura costeros y andinos o de hielo.
FENOLOGÍA. Según Cabello (1990) florece
entre agosto y diciembre y la época de colecta
de semillas se extiende desde enero hasta
mayo, aunque normalmente muchos frutos
permanecen en el árbol durante el invierno.
ESTADO DE CONSERVACIÓN. Según la UICN
(2001), se encuentra en la categoría de riesgo
más bajo.
USOS. Ornamental, madera para fabricación de
chapas, carpintería, tornería, fabricación de
tacos para el calzado, juguetería, zócalos,
embalajes y mueblería. Sus constituyentes
químicos son resinas, gomas y taninos.
Sus hojas presentan contenidos importantes de
hidratos de carbono, ácidos orgánicos,
sustancias grasas, taninos, glucósidos y lignina.
Además de tener valor forrajero muy nutritivo,
poseen propiedades febrífugas y purgantes,
son indicadas contra las alergias producidas
por el Litre y tienen propiedades
antinflamatorias y antipiréticas.
61
En las hojas y el tallo, hay daucosterina,
dulcitol, lupenona, beta amyrina, ácido
oleanoico, beta sitosterol y alfa spinasterol. El
dulcitol y el beta sitosterol son posibles
antitumorales; en la raíz hay flavonoides,
esteroides, azúcares y taninos, que tienen
propiedades antibióticas. Sirve de antídoto
para curar las erupciones cutáneas, para aliviar
el resfrío (en forma de vapor, hirviendo las
hojas), y la infusión de las hojas, es muy buena
para problemas de hígado.
SEMILLAS Y GERMINACION. Su germinación es
epigea. La capacidad germinativa y los pretratamientos necesarios son muy variables
(Donoso, 2006), como se aprecia en el Cuadro
5. Se observa que la respuesta de las semillas a
la estratificación fría es muy buena en las
poblaciones de la depresión central del norte y
muy baja o nula en las poblaciones de más al
sur en la depresión central, y en las de alturas
sobre los 600 msnm entre los 36° y 40°S.
Aparentemente las semillas de maitén poseen
una baja capacidad de almacenamiento y
además son latentes. La latencia se debería al
efecto inhibidor del arilo que envuelve a las
semillas y además a le existencia de algún
mecanismo interno. El almacenamiento más
adecuado por periodos cortos es el frio
húmedo. A 5°C durante 90 días con arena
húmeda se logra una capacidad germinativa de
52%. La mortalidad de semillas sin arilo
durante el almacenamiento es más alta. Se
debe entonces almacenar las semillas con arilo
y extraer este antes de las siembras.
Cuadro N° 5
VALORES PROMEDIO DE CAPACIDAD GERMINATIVA DE MUESTRAS SEPTENTRIONALES, MERIDIONALES
Y DE ALTITUD (MONTAÑA) DE MAYTENUS BOARIA, COMO RESPUESTA A DISTINTOS
PERIODOS DE ESTRATIFICACIÓN EN ARENA HÚMEDA A 4°C
Población
Norte (Llano
central hasta
37°30'S
Sur (Llano
Central desde
38°5
Cordillera sobre
600 msnm
Estratificación
(días)
0
30
60
90
0
30
60
90
0
30
60
90
Capacidad Germinativa
%
±Dev.Stan.
Rango
1
2,53
0--57
8,86
14,96
0--42
25,71
30,45
4--90
48,29
28,41
16--98
0
/
/
0
/
/
1
1,41
0--4
6,2
13,52
0--44
0
/
/
0
/
/
2,4
4,34
0--10
2,4
2,19
0--4
(Fuente: Donoso y Wendler, 1985); /=No calculada
El arilo inhibe el porcentaje y velocidad en la
germinación significativamente. Semillas sin
arilo inician su germinación después de 20 a 30
días alcanzando capacidades germinativas
entre 0% y 74% dependiendo de la
temperatura de cultivo y sustrato, mientras
que las semillas con arilo lo hicieron al cabo de
40 a 60 días alcanzando entre 0% y 18,7% de
germinación. El arilo se puede extraer
manualmente cuando se procesan pequeñas
cantidades de semillas. Para ello se frotan,
entre las manos, las semillas mezcladas con
arena fina húmeda, de esta forma se
desprende el arilo fácilmente.
Las temperaturas óptimas de germinación se
ubican entre 10°C y 15°C, con capacidades
germinativas entre 54,7% y 74,7% para semillas
sin arilo en 90 días, y entre 4% y 18,7% para
semillas con arilo.
La mejor combinación de tratamientos
pregerminativos es la eliminación del arilo por
frotación seguida por estratificación a 5°C. El
62
porcentaje y velocidad de germinación con
temperatura de cultivo de 15°C aumentan
progresivamente a medida que se prolonga el
periodo húmedo-frío.
VIVERIZACIÓN. Si se necesita propagar
masivamente al maitén, es probable que los
viveristas se encuentren con problemas serios.
Por un lado, aparentemente, la semilla es de
vida corta o recalcitrante, lo que implica una
baja capacidad de almacenamiento (Cabello y
Vita, 1980); y por otro, la semilla presenta
latencia combinada; exógena, causada por el
arilo que las rodea, y endógena, de tipo
fisiológica.
Para la obtención de una satisfactoria
germinación Cabello y Camelio (1996),
recomiendan los siguientes tratamientos pregerminativos:
La escarificación mecánica (frotación manual
de las semillas con arena húmeda) seguida por
estratificación
fría,
la
cual
supera
efectivamente la latencia combinada.
Considerando la manipulación de las semillas
durante la siembra en el vivero, el tratamiento
más adecuado es la estratificación fría durante
60 días (capacidad germinativa 81,3%), junto
con esto establecen que las temperaturas
óptimas son 10°C a 15°C; y 20°C favorece el
ataque de hongos, causando la muerte del 75
al 95% de las semillas, y 30°C es letal (Cabello y
Camelio, 1996).
La radícula de Maitén crece progresivamente
alcanzando en la primera semana hasta 3 cm
de longitud. Entre 10 y 15 días después de la
iniciación de la germinación se abren los
cotiledones, de color verde intenso, y
empiezan a aparecer las raicillas en una
radícula de 4 cm a 5 cm entre los 15 a 20 días
del proceso. Al mismo tiempo aparecen las
hojas normales que alcanzan su tamaño
normal 30 a 40 días después de iniciada la
germinación.
En ensayos de siembra realizados en junio,
bajo cubierta plástica en contendores de
aislapol de 24 cc con sustrato de corteza
compostada, las plántulas registraron una
altura promedio de 7,1 cm al cabo de 16
semanas de iniciada la germinación. Al término
de la primera temporada de crecimiento la
altura promedio llego a 12,1 cm.
Tanto la época como el tipo de siembra afectan
notoriamente el crecimiento de las plantas de
maitén en el vivero.
63
5.7 CUPRESSACEAE
Nombre científico: Austocedrus chilensis (D. Don) Pic. Ser. Et Bizzarri
Nombre común: Ciprés de la cordillera.
(Fotografía: Gustavo Bolados, INIA).
ASPECTO GENERAL. Es una cupresácea
dioica con aptitud forestal, conífera
endémica de los bosques andinopatagónicos. En los mejores sitios de
Argentina supera los 25 m de altura llegando
en algunos rodales como los que se
encuentran al Sur del Lago Traful, individuos
con 30 m de altura de 100 años de edad. No
obstante las alturas más frecuentes no
sobrepasan los 20 m. Las ramas son
persistentes y numerosas, con diámetros
finos en bosques densos, y se disponen en
forma extendida, ascendente y con ángulos
de inserción cercanos a los 90°. Posee
ramitas comprimidas, dispuestas en forma
de abánico. La corteza es áspera y rugosa,
parda en la parte inferior y gris –cenicienta
en la parte superior. Las hojas son perennes,
escuamiformes, imbricadas y opuestas.
Los conos masculinos son cilíndricos
amentiformes y aparecen en posición
terminal en ramitas o ejes muy cortos del
orden 4 o 5. Están formados por 5 pares de
brácteas. En los arboles femeninos, los conos
se ubican en la parte superior de la copa en
posición terminal sobre ejes del orden 5, son
leñosos, de forma ovoide y miden entre 8
mm a 15 mm de largo por 5 mm a 8 mm de
ancho. Están compuestos por 4 escamas o
brácteas coriáceas opuestas. Cada bráctea
superior es fértil y presenta dos semillas
ovoides de 6 mm a 8 mm, con un ala
membranácea unilateral.
DISTRIBUCIÓN Y HABITAT. Se distribuye
desde los 32° hasta los 44° LS en la Cordillera
de Los Andes, en el sureste de Chile y oeste
de Argentina, entre 900 y 1.800 msnm. Es
una especie heliófita, que crece bien a plena
luz del sol, resistente a la sequía y a la acción
del viento, pudiendo cubrir terrenos abiertos
y adaptarse a una gran variedad de suelos,
desde terrenos pedregosos y poco
profundos, hasta otros profundos y con
buenas condiciones de drenaje. También es
capaz de establecerse bajo doseles abiertos
de Nothofagus dombeyi y N. glauca,
demostrando así capacidad para tolerar
algún grado de sombra.
FENOLOGÍA. Florece entre los meses de
noviembre a diciembre. La formación y
maduración del fruto ocurre entre
noviembre y febrero. Las semillas se
diseminan en verano (febrero) en el lapso de
una semana.
ESTADO DE CONSERVACIÓN. Según UICN
(2001), está en categoría Vulnerable.
USOS. El diseño y el color atractivo de la
madera lo ha hecho predilecto para la
construcción de muebles y viviendas, por lo
que su comercialización ha aumentado el
precio en relación a otras coníferas. La
arquitectura de uso turístico en los bosques
andinos argentinos suele utilizar troncos de
ciprés a la vista, sin entablonar, como
estructura y ornamentación. Por su forma
64
recta y resistencia a la pudrición, el tronco
también se emplea para hacer postes de
electricidad y rodrigones para viñas.
SEMILLAS Y GERMINACION. Los frutos
maduros se colectan directamente del árbol,
o del suelo colindante usando lonas, en el
periodo comprendido entre fines de enero y
febrero, cuando cambian de color verde a
café claro. En forma natural las semillas se
diseminan en verano (febrero) en el lapso de
una semana.
Para la extracción de las semillas, los frutos
deben disponerse extendidos sobre lonas o
directamente en el piso de un recinto
cerrado, durante dos a tres días, para que en
la medida que se sequen a temperatura
ambiente, comiencen a abrirse y permitan
liberar las semillas mediante golpes y
agitación de los mismos. También pueden
secarse artificialmente en hornos a 50°C por
4 a 6 h (López et al., 1986). Las alas de las
semillas se pueden eliminar manualmente
mediante frotación suave, usando guantes.
La cantidad de semillas por kilogramo fluctúa
de acuerdo a su distribución geográfica entre
200.000 a 380.000 unidades por kilo
(Cabello, 1987; Pastorino y Gallo 2000).
Los árboles masculinos y femeninos de ciprés
de la cordillera alcanzan su madurez
reproductiva aproximadamente a los 20 años
de edad (Rovere et al., 2004), sin embargo se
ha observado floración y producción de
semillas (78% viabilidad) en individuos
plantados, a los 9 años de edad. No existen
antecedentes de periodicidad en la
producción de semillas, la cual se manifiesta
regularmente en un ciclo anual, que abarca
desde la formación de los primordios florales
hasta la dispersión de la semilla madura.
La semilla viable debe someterse a un
tratamiento de estratificación fría, en arena
húmeda, durante 35 a 40 días a temperatura
de 2°C a 4°C, con el objeto de romper su
latencia, acelerar y homogenizar su
germinación.
La germinación es epigea y se manifiesta
durante un periodo de 25 a 30 días. Los
porcentajes normales de germinación de
semilla fresca, viable y previamente
estratificada, fluctúan entre 36% a 80%,
exhibiendo variación entre procedencias
(Donoso et al, 1995 b).
En ensayos establecidos por INFOR
(Protocolo 1), semilla de A. chilensis
estratificada en arena, por 30 días, a 4°C
obtuvo una germinación de 35%, valor que
no resultó estadísticamente distinto del
obtenido por el testigo sin estratificar
(28,5%). Ver figura 8.
65
Austocedrus chilensis
40
Estratificación fría en arena
Sin estratificación
Germinación (%)
32
24
16
8
0
1 3 5 7 9 11 13 15 17 19 21 23 25 27 29 31 33 35 37 39 41 43 45 47 49 51 53
Tiempo (días)
FIGURA N°8
GERMINACIÓN ACUMULADA DE SEMILLAS ESTRATIFICADAS
Y SIN ESTRATIFICAR DE Austrocedrus chilensis
VIVERIZACIÓN. En forma natural, se propaga
fundamentalmente
por
semillas.
La
propagación vegetativa es considerada rara,
pero ha sido observada en forma natural en
poblaciones marginales del norte de Chile y de
la estepa patagónica argentina, donde
constituye una estrategia de supervivencia de
la especie, cuando las condiciones ambiéntales
limitan su capacidad de reproducción sexual.
La producción de plantas de ciprés de la
cordillera en vivero demora de 2 a 3
temporadas para obtener una planta utilizable
en plantación de 25 a 30 cm de altura.
La siembra puede efectuarse a raíz desnuda en
platabandas,
en
almaciguera
para
posteriormente repicar a contenedores, o
directamente en contenedores. En todos los
casos, previo a la siembra, las semillas deben
someterse a una prueba de viabilidad,
remojándolas en agua durante 24 h. Las
semillas viables deben someterse a un
tratamiento de estratificación como los
indicados precedentemente para después
sembrarlas a una profundidad no mayor a un
centímetro. En el caso de las platabandas
estándares de 1,2 metros de ancho, se
recomienda una densidad de siembra de 200
semillas por metro lineal de platabanda.
Cabello (1987), recomienda sembrar a
mediados de otoño, previa estratificación por
30 días o más tardar a fines de invierno. Las
plantas presentan un crecimiento lento y
requieren dos o tres temporadas de vivero
antes de alcanzar una altura de 25 a 30 cm, y un
estado de desarrollo adecuado para que
puedan ser establecidas en terreno. Así, una
vez que las plantas emergen, necesitan 2
temporadas adicionales de transplante, es decir
un esquema de viverización 1:2. El tamaño
estimado de las plantas al final de la primera
temporada de viverización es de 5 cm a 7 cm;
de 10 cm a 15 cm en la segunda; y de 25 cm a
40 cm en la tercera. En el caso de producciones
manejadas en invernadero el periodo total
puede reducirse a dos años (Donoso et al., 1995
b). López et al., (1986) coinciden en que el tipo
de planta a utilizar debe ser 1:2 o 1:3. Después
de un año en platabanda, las plantas se deben
traspasar a contenedores individuales.
66
Respecto a sustratos para la viverización de
ciprés de la cordillera, INFOR (Protocolo 3)
compara la emergencia de plántulas y el
desempeño inicial de las mismas en corteza de
pino compostada y en tierra de hojas. En ese
estudió se observó una emergencia de
plántulas significativamente superior en tierra
de hojas (28,5%) la que se inició 21 días
después de la siembra, mientras que en
corteza compostada la emergencia fue sólo del
3% y se inició 31 días después de la siembra. A
pesar de las grandes diferencias en esta
variable, el crecimiento de las plantas evaluado
a los tres meses sólo evidenció diferencia en
diámetro de cuello, a favor de la tierra de hoja,
mientras que la altura no mostró diferencias
entre sustratos (Cuadro 6).
Cuadro N°6
EMERGENCIA, ALTURA Y DIÁMETRO DE CUELLO DE PLANTAS DE Austrocedrus chilensis SEMBRADAS EN
CORTEZA DE PINO COMPOSTADA (CPC) Y TIERRA DE HOJAS (TH)
Emergencia de
plántulas (%)
TH
CPC
28,5
(B)
3
(A)
Velocidad de
emergencia (%)
TH
CPC
1,3
(día 39)
22
(día 46)
Altura a los 3
meses (cm)
TH
CPC
3,5
(A)
3,1
(A)
Diámetro de cuello a
los 3 meses (mm)
TH
CPC
0,37
(B)
0,11
(A)
Letras distintas entre valores de una misma variable indican diferencias significativas (alfa= 0,05)
Luego de la emergencia de las plántulas se
debe proporcionar semisombra equivalente
a
50%.
Esta
debe
ser
retirada
paulatinamente desde la segunda semana
de febrero. El riego debe efectuarse de
acuerdo a las condiciones climáticas.
López et al. (1986), recomiendan aplicar tres
dosis de salitre potásico, la primera un mes
después de la emergencia, la segunda en
enero
y
la
tercera
en
marzo,
complementándolo con aplicaciones de
abono foliar completo en febrero y marzo.
Antes de la plantación, es recomendable que
las plantas reciban una poda de raíces. Esto
es válido para las producidas a raíz desnuda
en platabandas, donde tienden a presentar
un sistema radicular descompensado, con
una raíz pivotante muy desarrollada y escasa
presencia de raíces finas. Esta labor debe
efectuarse cuando las plantas alcanzan los 25
cm a 30 cm de altura, durante el tercer año
de viverización.
La faena de poda de raíces es recomendable
efectuarla entre fines de febrero y principios
de marzo, idealmente durante las últimas
horas de la tarde para evitar la
deshidratación de la plantas durante el día.
Posteriormente, transcurridas dos semanas
de efectuada la poda de raíces, pueden
realizarse los descalces.
PROPAGACIÓN VEGETATIVA. Para el
enraizamiento de estacas de ciprés de la
cordillera, Hechenleitner et al., (2005)
recomiendan colectar propágulos de 5 cm de
longitud a principios de otoño, seleccionando
aquellos semileñosos, semiduros, de talón y
de la misma estación de crecimiento. Estos
deben tratarse con hormona enraizante y
disponerse bajo condiciones de humedad y
sombra, sobre cama de propagación caliente
a 18°C, con riego intermitente o bajo
cubierta plástica cerrada. En tales
condiciones el enraizamiento tarda entre 2 y
3 meses. No obstante, según antecedentes
aportados por Aparicio et al., (2009), los
67
resultados que pueden esperarse de esta
práctica no parecen ser muy alentadores.
Efectivamente, Aparicio et al., (2009) han
estudiado la capacidad de esta especie para
propagarse asexualmente por enraizado de
estacas y por injertos, analizando también la
influencia de auxinas exógenas, la estación
de colecta, el estadio ontogénico de las
plantas donantes, la estación de injerto y del
tipo de púa. Al respecto concluyen que la
capacidad de enraizamiento de ciprés de la
cordillera es muy baja, tanto para ortets
adultos (promedio = 0,27%) como para
juveniles (promedio = 2,10%). Sólo una
progenie juvenil de procedencia xérica
mostró resultados de interés, con 33% de
enraizamiento. Los injertos mostraron
buenos resultados a comienzos de primavera
usando esquejes vigorosos y semileñosos,
con un 81% de prendimiento. La
compatibilidad entre genotipos de diferentes
procedencias usados como púa y
portainjertos fue amplia. Estos resultados
indican que aunque A. chilensis es una
especie de difícil enraizado, su propagación
por injertos es factible utilizando tecnología
de bajo costo.
68
5.8 ESCALLONIACEAE
Nombre científico: Escallonia revoluta (Hook. & Arn.)
Nombre común: Corontillo, Lun, Siete camisas
(Fotografía: Gustavo Bolados, INIA)
ASPECTO GENERAL. Es un árbol pequeño,
siempreverde, que alcanza una altura de hasta
10 m y 60 cm de DAP, ramificado desde la
base, característico por sus inflorescencias
terminales, grandes y cónicas, no cilíndricas, de
flores blancas (Donoso, 2006). Posee hojas
simples alternas o fasciculadas, de bordes
aserrados, sobre todo en la parte apical.
Láminas elípticas, revolutas, de 2,5 cm a 6 cm
de largo, cubierta de glándulas en el envés.
Pecíolo de hasta 9 mm de largo. Las flores se
disponen en panículas de 40 a 100 unidades en
el extremo de las ramas, son hermafroditas de
1,2 cm a 2 cm de longitud, de color blanco o
rosado. Cáliz formado por 5 sépalos
fusionados, corola tubular de 5 pétalos.
Estambres 5, estilo simple con estigma
capitado. El fruto es una cápsula de 4 mm a
5mm de largo con numerosas semillas
diminutas en su interior.
DISTRIBUCIÓN Y HABITAT. Es endémico de
Chile, donde se distribuye entre las provincia
de Coquimbo y Osorno en ambas cordilleras y
en especial en quebradas húmedas y sombrías
(Rodriguez et al., 1983).
FENOLOGÍA. Florece durante
verano y comienzos de otoño.
primavera,
USOS. Tiene uso ornamental y aplicaciones en
medicina popular, donde sus hojas se utilizan
para preparar infusiones, o se mezclan con
aceite para curar heridas y quemaduras
(florachilena, 2011).
SEMILLAS Y GERMINACION. Las semillas de
Escallonia spp. son extremadamente pequeñas,
por lo que su manipulación es un poco
complicada. Landaeta (2010) sugiere que el
pretratamiento con mejor resultado consiste
en lavar las semillas con agua fría a 15 0C por 5
min., posterior a esto sumergir las semillas en
GA3 a una concentración de 1.000 mg/L por 24
h. Sin embargo, resultados obtenidos por el
Banco Base de semillas de INIA indican que la
germinación alcanza excelentes resultados a
20°C en presencia de luz.
Ensayos efectuados por INFOR (Protocolo 1),
señalan una germinación del 100%, en 18 días,
para semillas de E. revoluta lavadas en agua
fría (15°C) por 5 minutos y posteriormente
remojadas por 24 horas en una solución de
ácido giberélico en concentración de 1 gL-1.
Paralelamente, un lote testigo donde el remojo
en acido giberélico se reemplazó por agua,
obtuvo solo un 46,7% de germinación (Figura
9).
69
Escallonia revoluta
100
80
Remojo en ácido giberelico por 24 h
Germinación (%)
Remojo en agua por 24 h
60
40
20
0
1
3
5
7
9
11
13
15
17 19 21
Tiempo (días)
23
25
27
29
31
33
35
Figura N°9
GERMINACIÓN ACUMULADA DE SEMILLAS DE Escallonia revoluta
REMOJADAS POR 24 HORAS EN AGUA Y EN ÁCIDO GIBERÉLICO (1 g/L)
VIVERIZACIÓN. La propagación de Escallonia
spp. se puede realizar por medio de semillas
estratificadas en otoño y sembradas en
primavera sobre almácigos con substrato
compuesto por compost y arena. También se
puede propagar por estacas de madera
leñosa en invierno o por esquejes de madera
semi-leñosa en verano, en cama fría de
arena. Dado que estas especies enraízan con
facilidad, se pueden obtener plantas después
de tres a cuatro meses de establecidas las
estacas, pudiendo lograrse cerca de un 90%
de enraizamiento, especialmente cuando
estas han sido cortadas de las plantas
madres en enero o febrero (Mansilla, 2004).
Mansilla
PROPAGACIÓN
VEGETATIVA.
(2004) estudió la propagación mediante
enraizamiento de estacas de dos especies de
Escallonia; E. rubra y E. virgata, más un
presunto híbrido de estas dos especies.
Analizó el efecto de la dosis de ácido
indolbutírico (AIB) sobre el porcentaje de
enraizamiento, largo y número de raíces,
después de 30, 45 y 60 días, utilizando 0,
1.000, 2.000 y 3.000 ppm de AIB. Concluye
que las especies estudiadas son de muy fácil
enraizamiento, logrando porcentajes que
fluctúan entre 92 y 96% a los 60 días, y
consiguiendo el mayor porcentaje de
enraizamiento con 1.000 ppm de AIB, aún
cuando las diferencias entre el testigo y las
distintas dosis de auxina no resultaron
significativas. El número de raíces por estaca
aumenta significativamente al aumentar la
dosis de AIB. El enraizamiento es rápido,
detectando un promedio de 92% a los 30
días, el cual aumenta leve, pero
significativamente, a 93% a los 45 días y 96%
a los 60 días. A nivel de especies se verifica
que el enraizamiento del híbrido (98%) es
superior al de las especies individuales (E.
rubra 91% y E. virgata 92%).
La gran capacidad rizogénica de los esquejes
de las tres especies del género Escallonia, se
atribuyen
a
condiciones
endógenas
favorables para el enraizamiento, así como a
la presencia de iniciadores preformados de
raíces en sus tallos. Efectivamente, en otros
géneros
de
esta
misma
familia,
particularmente en especies del género
Ribes, Hartmann y Kester (1998, cit. por
Mansilla, 2004) señalan la presencia de estos
iniciadores preformados. Tales antecedentes
permiten suponer que el enraizamiento de
estacas de Escallonia revoluta podría ser
relativamente simple.
70
Nombre científico: Escallonia myrtoidea (Bertero ex DC.)
Nombre común: Lun
(Fotografía: Darian Stark, INIA)
ASPECTO GENERAL. El lun es un arbusto o
árbol pequeño, de hasta 6 m de altura, su
tronco alcanza hasta 20 cm de diámetro
posee corteza cenicienta y se ramifica desde
la base en ramas notoriamente surcadas y
angulosas. Sus hojas son perennes, simples,
alternas (a veces fasciculadas), con lámina de
forma variable, frecuentemente ovaladas, de
2,5-4,5 cm x 1,2-2,2 cm, con pecíolo corto,
margen ligeramente dentado a aserrado
especialmente en los 2/3 superiores, ápice
obtuso o agudo, a veces mucronado y base
atenuada. Sus flores son hermafroditas,
blancas, dispuestas en panículas terminales
densas. Su fruto es una cápsula subesférica,
de 1,5 mm a 3 mm de largo, con cáliz y estilo
persistentes. Las semillas son numerosas y
pequeñas (Rodríguez et al., 1983).
DISTRIBUCIÓN Y HABITAT. En Chile se
distribuye desde la provincia de Limarí en la
región de Coquimbo hasta la provincia de
Ñuble en la región del Bío Bío, también se le
encuentra en algunas localidades de
Argentina. Habita en lugares húmedos, a
orillas de cursos de agua, presentando
tendencia a formar pequeños bosques en la
cordillera andina de la zona mesomórfica
hasta los 2.500 msnm.
SEMILLAS Y GERMINACIÓN. Las semillas de
esta especie requieren de un período de
estratificación fría húmeda.
VIVERIZACIÓN. La propagación de Escallonia
spp. se puede realizar por medio de semillas
estratificadas en otoño y sembradas en
primavera sobre almácigos con substrato
compuesto por compost y arena. También se
puede propagar por estacas de madera
leñosa en invierno o por esquejes de madera
semi-leñosa en verano, en cama fría de
arena. Dado que estas especies enraízan con
facilidad, se pueden obtener plantas después
de 3 a 4 meses de establecidas las estacas,
pudiendo lograrse cerca de un 90% de
enraizamiento, especialmente cuando estas
han sido cortadas de las plantas madres en
enero o febrero (Mansilla, 2004).
PROPAGACIÓN
VEGETATIVA.
Mansilla
(2004) estudió la propagación mediante
enraizamiento de estacas de dos especies de
Escallonia, E. rubra y E. virgata, más un
presunto híbrido de estas dos especies.
Analizó el efecto de la dosis de ácido
indolbutírico (AIB) sobre el porcentaje de
enraizamiento, largo y número de raíces,
después de 30, 45 y 60 días, utilizando 0,
1000, 2000 y 3.000 ppm de AIB. Concluye
que las especies estudiadas son de muy fácil
enraizamiento, logrando porcentajes que
71
fluctúan entre 92 y 96% a los 60 días, y
consiguiendo el mayor porcentaje de
enraizamiento con 1.000 ppm de AIB.
Respecto al número de raíces por estaca,
este aumenta significativamente al aumentar
la dosis del regulador de crecimiento.
Observa también que el enraizamiento es
rápido, detectando un promedio de 92% a lo
30 días, el cual aumenta leve, pero
significativamente, a 93% a los 45 días y 96%
a los 60 días. A nivel de especies se verifica
que el porcentaje de enraizamiento del
híbrido (98%) es estadísticamente superior al
de las dos especies individuales (E. rubra 91%
y E. virgata 92%).
La gran capacidad rizogénica de los esquejes
de las tres especies del género Escallonia, se
atribuyen
a
condiciones
endógenas
favorables para el enraizamiento, así como a
la presencia de iniciadores preformados de
raíces en sus tallos. Efectivamente, en otros
géneros
de
esta
misma
familia,
particularmente en especies del género Ribes
Hartmann y Kester (1998, cit. por Mansilla,
2004) señala la presencia de estos
iniciadores preformados. Tales antecedentes
permiten suponer que el enraizamiento de
estacas de Escallonia myrtoidea podría ser
relativamente simple.
72
5.9 FABACEAE
Nombre científico: Balsamocarpon brevifolium (Clos)
Nombre común: Algarrobilla, Algarrobito
(Fotografía: Gustavo Bolados, INIA)
ASPECTO GENERAL. Es un arbusto endémico
de 1 m a 2 m de altura y de ramas erectas,
con hojas pinnadas en pares, con 3 a 4 pares
de foliolos elípticos de 3 mm de largo por 1,8
mm de ancho, flores en racimos erectos en el
extremo de las ramas, con 5 pétalos,
amarillas con manchas rojas, forma
amariposada, con pedúnculos y cálices
vellosos-glandulosos y de 1,3 cm a 1,5 cm de
largo. El pericarpio, se transforma en una
materia resinosa, dura, quebradiza y muy
astringente. El fruto es una legumbre de 3
cm a 4 cm de largo por 1,5 cm de diámetro,
resinoso-glanduloso,
rojizo-amarillento,
cilíndrico, contiene pocas semillas lisas,
aplanadas, color café oscuro, de 7 mm a 8
mm de diámetro (www.chilebosque.cl).
DISTRIBUCIÓN Y HABITAT. Se distribuye en
forma natural en la zona árida chilena, en la
costa e interior de las Regiones de Atacama y
Coquimbo. Posee una extraordinaria
adaptación a medios áridos rigurosos, sin
embargo su regeneración natural es difícil,
debido a las condiciones ambientales y a los
suelos delgados donde crece. Por otra parte,
los roedores se alimentan de sus semillas y el
ganado caprino consume su regeneración.
Aun así se le considera una especie
interesante para programas de forestación
de zonas áridas (Wrann y Barros, 1987).
ESTADO DE CONSERVACIÓN. Según UICN
(2001), está en categoría Vulnerable,
mientras que Benoit (1989) la clasifica como
una especie en peligro, debido a su atractivo
como fuente para leña y a la colecta
indiscriminada de sus frutos.
USOS. La especie ha sido usada
principalmente para la obtención de leña y
carbón (Ortíz, 1943; Escobar, 1946). El fruto
ha sido intensamente cosechado para
extraer del pericarpio, una materia resinosa,
dura, quebradiza y muy astringente, la que
contiene entre 43% a 67 % de tanino
cristalizado, usado en gran medida para
hacer tinta y para curtiembre. Además de su
uso en medicina popular (astringente y
hemostático).
73
SEMILLAS Y GERMINACION. La producción
de semillas de algarrobilla depende
fuertemente de la cantidad de lluvia caída
durante el invierno anterior a la temporada
de fructificación. Como en muchas
leguminosas, las semillas de esta especie
presentan latencia de cubiertas, la cual
requiere tratamientos pregerminativos para
eliminarla.
Escarificación química mediante remojo en
ácido sulfúrico por 60 min. y posterior lavado
en agua corriente, permiten obtener
porcentajes de germinación en laboratorio
de 80% (Wrann y Barros, 1987); remojos de
40 min. también se señalan como efectivos
para promover una alta germinación
(Montenegro y Arce, 1990).
INIA (Protocolo 2) analizó el efecto de
escarificación mecánica y distintos tiempos
de remojo en ácido sulfúrico y agua caliente
sobre la germinación de semillas de
algarrobilla, confirmando la existencia de
latencia física en las semillas de esta especie.
En efecto, semillas sin tratamiento no fueron
capaces de germinar en el período ensayado,
mientras que las sometidas a cualquiera de
los tratamientos pregerminativos evaluados
germinaron significativamente más (Figura
10). Los mejores resultados fueron obtenidos
por remojo en ácido sulfúrico por 15
minutos,
sin
presentar
diferencias
significativas con 10 ni 20 minutos. Semillas
escarificadas con lija y semillas remojadas
por 5 minutos en ácido sulfúrico mostraron
una germinación menor, probablemente
debido a que el tratamiento resultó
insuficiente para vencer la latencia impuesta
por la gruesa cubierta de la semilla, aunque
principalmente dejaron ver la falta de
homogeneidad del tratamiento expresado en
la alta desviación estándar observada. El
tratamiento de agua caliente, resultó
también insuficiente, e incluso podría
ocasionar pérdidas de semillas.
Figura N° 10
GERMINACIÓN DE SEMILLAS DE Balsamocarpon brevifolium BAJO DISTINTOS TRATAMIENTOS PREGERMINATIVOS.
Letras distintas indican diferencias significativas (alfa = 0,05). Barras de error indican desviación estándar.
En cuanto a la velocidad de germinación, el
ensayo mencionado (INIA, Protocolo 2)
indica que esta fue más o menos homogénea
entre los tratamientos de remojo en ácido
sulfúrico, alcanzando su máximo en 3 a 4 días
de instalado el ensayo. Semillas sometidas a
escarificación mecánica y a agua caliente
presentaron una germinación un poco más
lenta alcanzando su máximo a 4 a 5 días de
iniciado el ensayo (Figura 11).
74
Figura N° 11
CURVAS DE GERMINACIÓN ACUMULADA DE SEMILLAS DE Balsamocarpon brevifolium
BAJO DISTINTOS TRATAMIENTOS PREGERMINATIVOS.
VIVERIZACIÓN. Las semillas escarificadas se
pueden sembrar en un sustrato compuesto
de tierra estéril y arena en proporción
volumétrica de 1:1, la cual debe ser
desinfectada con fungicidas, señalándose
que una solución de Baytán al 0,2% es
apropiada para este fin. La germinación se
produce en un periodo de seis días, después
de la siembra.
PROPAGACIÓN VEGETATIVA. La propagación
vegetativa de esta especie mediante
enraizamiento de estacas no ha sido exitosa.
75
Nombre científico: Caesalpinia spinosa (Mol.) Kuntze
Nombre común: Tara, Taya, Tanino
(Fotografía: Gustavo Bolados, INIA)
ASPECTO GENERAL. La tara es un árbol
pequeño de 4 m a 5 m de altura. En muchos
casos las ramas se inician desde la base
dando la impresión de varios tallos. La copa
es irregular, aparasolada y poco densa, con
ramas ascendentes. Tiene un crecimiento
bastante rápido. Su fuste es corto, cilíndrico
y a veces tortuoso, está provisto de una
corteza gris espinosa, con ramillas
densamente pobladas. Sus hojas son en
forma de plumas, parcadas, ovoides,
brillantes, ligeramente espinosas de color
verde oscuro y miden 1,5 cm de largo.
Presenta inflorescencias con racimos
terminales de 15 cm a 20 cm de longitud. Las
flores son de color amarillo rojizo,
hermafroditas, zigomorfas, con cáliz irregular
provisto de un sépalo muy largo de alrededor
de 1 cm, con numerosos apéndices en el
borde, con pedúnculos pubescentes; los
pétalos son aproximadamente dos veces más
grandes que los estambres.
Sus frutos son vainas explanadas e
indehiscentes de color naranja de 8 cm a 10
cm de largo y 2 cm de ancho
aproximadamente, que contienen de 4 a 7
semillas redondeadas, de 0,6 a 0,7 cm de
diámetro y de color pardo negruzco cuando
están maduras.
DISTRIBUCIÓN Y HABITAT. Se distribuye
desde la provincia de Arica hasta el sur de la
región de Coquimbo, sin embargo su mayor
concentración se produce en esta última
región, en las provincias de Elqui y Limarí. Su
distribución abarca diversas zonas áridas, en
Venezuela, Ecuador, Perú y Bolivia
(Rodriguez et al., 1983). Es una planta
denominada «rústica» porque resiste la
sequía, plagas y enfermedades, y es
considerada como una especie bastante
plástica. Requiere zonas libres de heladas. La
tara es una especie poco exigente en cuanto
a la calidad de suelo, aceptando suelos
pedregosos, degradados y hasta lateríticos,
aunque en esas condiciones se reporta una
baja producción.
FENOLOGÍA. Comienza a fructificar entre los
dos y seis años de edad, alcanzando su
mayor producción a partir de los 15 a 20,
años, cuando puede rendir un promedio de
20 kg de vaina por árbol, cosechándoselos
dos veces al año.
ESTADO DE CONSERVACIÓN. Esta especie
está cultivada en muchos lugares del país. Sin
embargo, sería apropiado asegurar la
conservación de una base genética
suficientemente amplia. En toda la zona
andina del Perú hay locaciones con potencial
semillero.
USOS. Medicinal, actúa contra la amigdalitis
al hacer gárgaras con la infusión de las vainas
maduras y como cicatrizante cuando se lavan
heridas con dicha infusión. Además, la tara
es utilizada contra la estomatitis, la gripe y la
fiebre. Sus vainas contienen una sustancia
llamada tanino, la cual es utilizada para teñir
de color negro. Las raíces pueden teñir de
color azul oscuro. Debido a su alto contenido
de tanino, se le emplea en el curtido de
76
cueros. La cocción de las hojas se utiliza para
evitar la caída del cabello. También se usa en
agroforestería, como cerco vivo y para el
manejo de rebrotes y plaguicida, donde la
cocción de las vainas secas es efectivo contra
piojos e insectos (plantitas.wordpress.com,
2012).
SEMILLAS Y GERMINACION. La propagación
de plantas se realiza por semilla, siendo el
número de semillas por kilogramo de
aproximadamente 4.500 a 6.000 unidades.
Estas presentan una capacidad de
germinación que oscila entre 56 % y 90%,
generalmente
con
buena
energía
germinativa (Motoki et al., 1998). La
germinación es epigea, se inicia entre los 8 a
12 días y finaliza a los 20 días. Requiere un
tratamiento pregerminativo para acelerar y
uniformizar la germinación, ya que presenta
una testa dura. Dicho tratamiento se efectúa,
normalmente, por remojo en agua.
Ocasionalmente se utiliza lija (escarificación
física) o ácido sulfúrico (escarificación
química). Para el remojo se utilizan cinco
partes de agua por una de semillas. Cuando
las semillas son frescas, éstas se sumergen
en un depósito con agua fría durante 24 h; si
son semillas colectadas en temporadas
anteriores, se remojan en agua caliente
hasta que se enfríe por 48 h.
Alternativamente, Motoki et al. (1998)
recomiendan remojarlas en agua caliente a
80°C y dejarlas enfriar en esta agua por 24 h
antes
de
sembrarlas,
mencionando
porcentajes de germinación de 56%.
Otro método consiste en remojar semillas
frescas en un recipiente con suficiente agua
para cubrirlas. Después de 7 días las semillas
hinchadas están listas para sembrar, a las
restantes se les cambia de agua hasta por
cuatro oportunidades, hasta que estén
apropiadas para sembrarlas en almácigo.
INIA (Protocolo 2) analizó el efecto de
escarificación mecánica y distintos tiempos
de remojo en ácido sulfúrico y agua caliente
sobre la germinación de semillas de C.
spinosa, confirmando la existencia de
latencia física en las semillas de esta especie.
En efecto, semillas sin tratamiento
germinaron significativamente menos que
los tratamientos pregerminativos ensayados
(Figura 12). El remojo en ácido sulfúrico
demostró ser el tratamiento más efectivo
para vencer la latencia de las semillas de
tara, sin mostrar diferencias significativas
entre los distintos tiempos ensayados. El
remojo en agua caliente no fue suficiente
para ablandar la cubierta y tampoco lo fue la
escarificación mecánica, sugiriendo la
existencia además de impermeabilidad de la
testa de una resistencia mecánica a la
expansión del embrión.
Según ese mismo ensayo (INIA, Protocolo 2),
la velocidad de germinación de la tara fue
similar en los distintos tiempos de remojo en
ácido (Figura 13), donde la germinación
alcanzó su máximo a los 4 días de instalado
el ensayo. La germinación en el tratamiento
de remojo en agua caliente alcanzó su
máximo recién al final del ensayo, sugiriendo
que si el ensayo se hubiera prolongado más
ésta podría haber alcanzado al resto de los
tratamientos.
77
Figura N° 12
GERMINACIÓN DE SEMILLAS DE Caesalpinia spinosa BAJO DISTINTOS TRATAMIENTOS PREGERMINATIVOS.
Letras distintas indican diferencias significativas (alfa = 0,05). Barras de error indican desviación estándar.
Figura N° 13
CURVAS DE GERMINACIÓN ACUMULADA DE SEMILLAS DE Caesalpinia spinosa
BAJO DISTINTOS TRATAMIENTOS PREGERMINATIVOS.
VIVERIZACIÓN. La siembra en almácigo se
deber realizar en primavera, a una
profundidad de 2 cm a 3 cm, usando como
sustrato una mezcla de tierra común y arena
(3:1). Los riegos se hacen cada 2 ó 3 días,
según la necesidad. No es conveniente el
riego en exceso, porque en esta etapa la
plántula es muy susceptible al ataque de
enfermedades fungosas como damping off.
El repique, a diferencia de otras especies, se
recomienda realizarlo antes de que aparezca
el segundo par de hojas, incluso a los 20 días
o al mes, porque su raíz tiene un rápido
desarrollo longitudinal. Las experiencias en
78
producción de plántulas han demostrado
que cuando el repique se realiza después de
este período, puede ocasionar una
mortalidad superior al 80%. Las plantas
repicadas a contenedores individuales deben
mantenerse bajo malla de sombra retráctil,
entre las 18:00 h y las 08:00 h del día
siguiente, para evitar el efecto de las
heladas. Se recomienda una permeabilidad a
la luz de 30%. La tara no necesita mucha luz
directa las primeras semanas posteriores al
repique. Sin embargo, después que aparece
el segundo par de hojas se puede retirar el
sombreadero definitivamente.
También se puede efectuar siembra directa
en los contenedores individuales, alternativa
recomendable debido al rápido crecimiento
de la raíz principal. En este caso se usan dos
semillas por contenedor y se cubren con una
capa de 2 cm a 3 cm de arena. La siembra se
protege con malla de sombra, la que se retira
gradualmente, por horas durante el día,
hasta retirarla completamente cuando las
plantas alcanzan el sexto par de hojas.
En la primera etapa de almácigo, después de
la siembra, el riego debe hacerse cada día
controlando que el suelo se mantenga en
capacidad de campo. Antes de retirar las
plantas del vivero se debe disminuir la
frecuencia de los riegos, restringiéndolos a
riegos ligeros aplicados aproximadamente
cada 10 días, régimen que se mantiene
durante los últimos 30 a 45 días antes de
despacharlas a terreno, cuando las plantas
hayan alcanzado una altura cercana a los 25
cm. El proceso de viverización se completa
en una temporada.
79
Nombre científico: Sophora macrocarpa J.E.Sm
Nombre común: Mayú, Mayo
(Fotografía: Gustavo Bolados, INIA).
ASPECTO GENERAL. Es un arbusto o árbol
pequeño de hasta 3 m de altura. Posee un
tronco delgado, con ramas flexibles
densamente tomentosas. Sus hojas son
perennes, compuestas imparipinadas, con 20
a 38 foliolos elípticos, glabros por el haz y
tomentoso por el envés. Las flores son
amarillas, grandes, con pedúnculo largo y
dispuesto en racimos laterales. Su fruto es
una legumbre con 4 a 5 semillas, separadas
entre sí por estrangulaciones muy marcadas;
Las semillas son de color café, casi esféricas y
de 8 mm a 12 mm de diámetro (Martínez,
1991).
DISTRIBUCIÓN Y HABITAT. Es endémico de
Chile, donde crece desde la provincia de
Choapa hasta la de Malleco, entre 0 y 1.700
msnm, especialmente en los faldeos
precordilleranos donde se desarrolla
preferentemente en lugares abiertos y
asoleados y también en algunas partes
húmedas. En su distribución norte se le
encuentra en fondos de quebradas y
cercanía de cursos de agua permanentes o
temporales. Hacia el sur forma parte de la
vegetación que cubre las laderas, actuando
como especie pionera en lechos de esteros y
en terrenos donde se ha destruido la
vegetación original (Rodríguez et al., 1983;
Manetti y Montecinos, 1978).
FENOLOGÍA. El Mayú, florece entre fines de
agosto y septiembre variando la época a lo
largo de su distribución. Sus frutos maduran
entre enero y febrero (Rodríguez et al.,
1983).
ESTADO DE CONSERVACIÓN. Arancio et al.,
(2001) clasifican el estado de conservación
del Mayú en la Región de Coquimbo, como
En Peligro, mencionando que en esta región
su distribución se restringe a la zona de Los
Vilos y sería el límite norte de su distribución.
USOS. El fruto tiene un importante
porcentaje de aceite (20% del peso de las
semillas), proteínas (20% del peso de las
semillas) y alcaloides (3,4% del peso de las
semillas). El aceite es comestible y su
composición de ácidos grasos es similar al
aceite de raps, mientras que su índice de
poli-insaturación supera a este y al de oliva.
El alto contenido de proteínas sugiere que se
puede aprovechar el residuo de los frutos
después de extraerles el aceite, en
alimentación animal. Entre sus alcaloides se
encuentra
matrina,
baptifolina
y
metilcitiosina, que son de utilidad para
producir
insecticidas
biodegradables.
También posee flavonoides y otros
compuestos cuyas utilidades son materia de
estudio (Manetti y Montecinos, 1978).
La especie también posee un alto valor
ornamental.
SEMILLAS Y GERMINACION. De acuerdo con
Donoso y Cabello (1978) un kilogramo de
frutos de mayú contiene del orden de 720
semillas. El número de semillas pura por
kilogramo es de aproximadamente 2.250
80
unidades. Wilkens et al. (2005) contabiliza
2.300 semillas por kilogramo, añadiendo que
1.000 semillas de mayú pesan 470 g.
Como muchas leguminosas, el mayú posee
latencia de cubierta que requiere
tratamiento de escarificación para acelerar y
homogenizar su germinación. Donoso y
Cabello (1978) señalan que semillas sin tratar
alcanzan un 15% de capacidad germinativa,
mientras que semillas escarificadas mediante
remojo en ácido sulfúrico por 90 min., logran
valores de 78%. Proveedores internacionales
de semillas recomiendan remojar las semillas
en agua hirviendo y dejarla enfriar por 12 h,
lo que permitiría alcanzar un 89% de
germinación.
Estudios realizados por Wilkens et al., (2005),
concluyeron que las semillas tratadas con
ácido sulfúrico por 30 min y germinadas a 12
°C presentaron el mayor porcentaje de
germinación (89%).
sobre la germinación de semillas de S.
macrocarpa, confirmando la existencia de
latencia física en las semillas de esta especie.
En efecto, la germinación obtenida por el
control fue superada por el tratamiento de
20 minutos en ácido sulfúrico, sin embargo la
altísima variación entre las réplicas no
permitió distinguir diferencias significativas
al 0,05 entre los distintos tratamientos
ensayados (Figura 14). La germinación
obtenida por este ensayo sugiere que los
tratamientos aplicados fueron insuficientes
para vencer la impermeabilidad de las
semillas de mayú y que puede ser necesario
usar tiempos de remojo en ácido sulfúrico
más extensos.
En cuanto a la velocidad de germinación,
ésta alcanzó su máximo en los primeros días
de ensayo para luego mantenerse
relativamente constante en los siguientes
días de monitoreo (Figura 15).
INIA (Protocolo 2) analizó el efecto de
escarificación mecánica y distintos tiempos
de remojo en ácido sulfúrico y agua caliente
Figura N° 14
GERMINACIÓN DE SEMILLAS DE SOPHORA MACROCARPA BAJO DISTINTOS TRATAMIENTOS PREGERMINATIVOS.
Letras distintas indican diferencias significativas (alfa = 0,05). Barras de error indican desviación estándar.
81
Figura N° 15
CURVAS DE GERMINACIÓN ACUMULADA DE SEMILLAS DE Sophora macrocarpa
BAJO DISTINTOS TRATAMIENTOS PREGERMINATIVOS
VIVERIZACIÓN. Las plantas de mayú pueden
producirse en vivero mediante siembra
directa de semillas, previamente remojadas
en ácido sulfúrico por 30 a 90 min.,
enterradas a 2-3 cm de profundidad en
contenedores con sustrato compuesto por
corteza de pino compostada.
Durante los primeros estados de desarrollo
puede ser necesario proveer cierta sombra
difusa, la que posteriormente puede
eliminarse. El riego debe ser moderado y
aplicado en función de las condiciones
climáticas. El sustrato debe enriquecerse con
una fertilización a base de NPK y
posteriormente
complementarlo
con
aspersiones de abono foliar completo.
82
Nombre científico: Geoffroea decorticans (Hook. &
Arn.) Burkart.
Nombre común: Chañar
(Fotografía: Sandra Gacitúa, INFOR).
ASPECTO GENERAL. El chañar es un árbol o
arbusto que alcanza una altura de 8 m a 10
m y un diámetro de hasta 60 cm. Presenta
espinas en las puntas de las ramillas y en las
axilas de la hoja; las ramillas nuevas son
pubescentes y glabras con la edad. Posee un
tronco tortuoso, con corteza rugosa, grisácea
y que se descascara en tiras irregulares. Sus
ramas terminan en espinas duras y
punzantes. Las hojas son caducas,
compuestas, imparipinadas, con 3-5 a 7-11
foliolos opuestos, glabros, oblongos, de 6-25
mm x 2,5-7 mm. Sus flores son
hermafroditas, de 1 cm de largo, con
pedicelo
pubescente,
agrupadas
en
inflorescencias racemosas de 2-4 cm, con
corola papilionada, vistosa y de color
amarillo anaranjado con estrías rojas. Posee
un fruto drupáceo, indehiscente, ovoide a
esférico, inicialmente verde amarillento, en
la madurez castaño brillante a rojizo, de 2 cm
a 3 cm de largo, con epicarpio liso a
ligeramente rugoso; mesocarpio carnoso de
textura granulosa a fibrosa; y endocarpio
esclerificado. Las semillas normalmente se
encuentran de a una por fruto, son
fusiformes, algo curvadas, de color marrón
claro, de 10 mm a 12 mm de largo, con
estrías transversales y tegumento muy
delgado (Rodríguez et al., 1983, Tortorelli,
2009).
DISTRIBUCIÓN Y HABITAT. El chañar crece
en Chile desde la provincia de Arica, en los
valles de Lluta y Azapa, hasta Combarbalá en
la región de Coquimbo, en altitudes de 500 a
1.500 msnm (Martínez, 1989) o hasta los
2.300 msnm según Rodríguez et al. (1983),
reportándosele también casi a nivel del mar
en el valle de Copiapó. Ocupa terrenos de
clima seco o con escasas precipitaciones,
donde se presenta como ejemplares
aislados, o formando pequeños grupos puros
y densos constituidos por especímenes
arbustivos, originados por rebrotes de raíz.
También se presenta en Argentina, Bolivia,
sur de Perú, Paraguay y Uruguay (Rodríguez
et al., 1983). En Argentina se le considera
una especie invasora de praderas, que
reduce la producción ganadera y que
coloniza rápidamente los campos agrícolas
abandonados de las provincias de Buenos
Aires y La Pampa (Fieldman, 1966; Anderson,
1976; Garay, 1990; Echeverría, 2006).
FENOLOGÍA. Florece de septiembre a
octubre, antes que las hojas se desarrollen
por completo y fructifica de enero a febrero.
ESTADO DE CONSERVACIÓN. Según la UICN
(2001), se encuentra en la categoría de
Preocupación menor. Sin embargo, al igual
que con las otras especies del Norte de Chile,
árboles grandes y viejos son cada vez más
escasos, debido a la corta indiscriminada
83
para la producción del carbón y el uso de sus
frutos como alimento para el ganado
caprino.
USOS. La madera de chañar es apropiada
para trabajos de carpintería y mueblería, sin
embargo, debido a la escasez de diámetros
mayores sólo se usa a nivel local para la
confección de muebles rústicos, enseres
domésticos mangos de herramientas y leña.
(Rodríguez et al., 1983; Tortorelli, 2009). Su
fruto es comestible y se utiliza para preparar
dulces y chicha. Sus hojas y cortezas tienen
aplicaciones en medicina popular (Rodríguez
et al., 1983). Con ellas se preparan infusiones
usadas para aliviar bronquitis, resfríos y tos
(Palacio, 2008). En Chile no existen cultivos
de gran escala de esta especie. Sin embargo
es utilizada localmente para fabricar muebles
rústicos, enseres domésticos y mangos de
herramientas.
SEMILLAS Y GERMINACION. Las semillas se
obtienen colectando los frutos directamente
desde los árboles, entre diciembre a febrero
o marzo. Un kilo de frutos contiene
aproximadamente 250 unidades y genera
625 g. de semillas. De estas últimas se
contabilizan 400 unidades por kilogramo de
semilla limpia (Donoso y Cabello, 1978). Un
árbol de 10 años puede rendir del orden de 6
Kg a 8 Kg de frutos por año, equivalente a
1.750 semillas, valor que decrece
considerablemente si las condiciones
ambientales
durante
la
floración
(septiembre-octubre) resultan adversas.
Para separar el endocarpio con la semilla
desde la pulpa, los frutos se deben remojar
en agua durante dos a tres días, realizando
fricción manual. También esta separación
puede ser realizada solo de manera manual.
Se recomienda sembrar a fines de verano en
un sustrato con excelente drenaje. La
germinación es potenciada, si previamente
se retira la cascara y pulpa en forma manual,
sin remojo (Chilebosque, 2011). Aún así, para
mejorar la velocidad de germinación se
puede lijar o fracturar el endocarpio.
INIA (Protocolo 2) analizó el efecto de
escarificación mecánica y distintos tiempos
de remojo en ácido sulfúrico y agua caliente
sobre la germinación de semillas de chañar.
La germinación obtenida por semillas
tratadas superó a la obtenida por semillas sin
tratamiento, lo que confirma la existencia de
latencia impuesta por la gruesa cubierta que
rodea a la semilla. Cabe destacar que en el
caso del chañar, la cubierta no corresponde a
la testa como en el resto de las leguminosas
(fabáceas y mimosáceas) descritas en estas
fichas, sino que corresponde al endocarpo
del fruto (drupa). La testa de la semilla se
encuentra al interior del endocarpo
rodeando a la semilla, y no impone ningún
impedimento a la germinación, sino que
corresponde
a
una
delgada
capa
membranosa que recubre a la semilla.
En cuanto a la germinación observada
(Figuras 16 y 17) los mejores resultados
fueron los obtenidos por la escarificación
mecánica, que en este caso se trató de un
corte realizado en uno de los extremos del
endocarpo ya sin pulpa. El resto de los
tratamientos
ensayados
resultaron
insuficientes para estimular la germinación
de semillas.
84
Figura N° 16
GERMINACIÓN DE SEMILLAS DE Geoffroea decorticans BAJO DISTINTOS TRATAMIENTOS PREGERMINATIVOS.
Letras distintas indican diferencias significativas (alfa = 0,05). Barras de error indican desviación estándar.
Figura N° 17
CURVAS DE GERMINACIÓN ACUMULADA DE SEMILLAS DE Geoffroea decorticans
BAJO DISTINTOS TRATAMIENTOS PREGERMINATIVOS
El almacenamiento de semillas de chañar a
temperatura ambiente no es aconsejable,
debido a que las semillas son fácilmente
atacadas por insectos, dado el alto contenido
de azúcar en la pulpa, pidiendo deteriorar
completamente las semillas almacenadas. Se
recomienda almacenar las semillas secas con
pulpa a bajas temperaturas para aminorar el
ataque. Solo antes de la siembra se aconseja
remojar los frutos en agua y extraer la pulpa.
VIVERIZACIÓN. La regeneración natural de
chañar a partir de semillas es escasa, no así
su regeneración vegetativa por brotes
radicales y yemas proventicias de las bases
de los tallos. Su propagación por semillas en
85
vivero es relativamente sencilla. Se
recomienda sembrar los carozos frescos,
inmediatamente después de la cosecha, tras
separarlos de la pulpa y aplicarles alguno de
los
tratamientos
pregerminativos
(estratificación fría a 7°C, por 1 semana). La
siembra puede efectuarse directamente en
contenedores individuales, usando un
sustrato con buen drenaje y riego moderado.
Alternativamente, puede sembrase en
cajones almacigueros con arena ligeramente
húmeda, en este último caso las plantas
están listas para el repique a macetas
individuales en 60 días. De acuerdo con
Martínez (1989), en una temporada de
viverización se obtienen plantas apropiadas
para establecerlas en plantación.
86
Nombre cientifico: Otholobium glandulosum (L.) Grimes
Nombre común: Culén
(Fotografía: Gustavo Bolados, INIA)
ASPECTO GENERAL. El culén es un pequeño
árbol caducifolio de hasta 5 m o 6 m de
altura. Posee un tronco de hasta 25 cm de
diámetro, con corteza estriada de color café
oscuro y ramas erectas. Sus hojas son
aromáticas, verde oscuras, compuestas de
tres foliolos lanceolados. Sus flores son
hermafroditas, pediceladas y se agrupan en
racimos de 10 cm a 14 cm de largo en las
axilas de las hojas de las ramificaciones
superiores; poseen cáliz acampanulado,
pubescente, glanduloso y dentado; la corola
es papilionada, glabra, amarilla blanquecina
y azulada en el ápice; ovario globoso, con
estilo de 2,5 mm a 3 mm de largo y estigma
capitado. El fruto es una legumbre
indehiscente, de 6-7 mm x 3 mm con una
semilla en su interior. La semilla es oval o
reniforme, aplanada, negra, de 4-5 mm x 22,3 mm, con el pericarpio parcialmente
unido (Rodríguez et al., 1983; Macaya,
1999).
DISTRIBUCIÓN Y HABITAT. Es una especie
endémica de Chile, con una amplia
distribución natural que abarca desde la
provincia de Elqui, en la Región de
Coquimbo, hasta Valdivia en la Región de
Los Ríos, tanto en el valle central como en
los lomajes de ambas cordilleras, entre los
25 y 1.500 msnm, aún cuando Donoso
(1978) afirma que no sobrepasa de los 500
msnm. Crece de preferencia en lugares
húmedos, pero con bastante insolación,
cerca de esteros y ríos. No es una especie
muy abundante y tampoco forma
asociaciones puras, crece junto al matorral
ribereño junto a otras especies (Rodríguez et
al., 1983; Macaya, 1999).
USOS. Protección de riberas. Su madera
carece de valor, es blanda y de rápida
degradación. Se usa y cultiva principalmente
por sus propiedades medicinales, debido a
los numerosos depósitos aromáticos de sus
ramas y hojas, señalándose que las hojas
machacadas y el sumo de las mismas actúan
como cicatrizante. En las hojas y tallos se
obtiene la mayor acumulación de psoraleno,
compuesto
usado
en
tratamientos
dermatológicos (Hirzel et al., 2004).
También es utilizado para preparar bebidas
sucedáneas del té, usándose sus
inflorescencias, brotes y ramas delgadas
para preparar el denominado ponche de
culén. Posee valor ornamental derivado de
sus flores de tonalidad celeste que
contrastan sobre el follaje verde oscuro.
SEMILLAS Y GERMINACIÓN. Las semillas no
poseen endosperma, acumulando los
nutrientes en los cotiledones. Germinan con
facilidad, registrándose un 61% de
capacidad
germinativa
en
ensayos
efectuados en laboratorio, en germinadora
Jacobsen,
usando
semilla
sin
pretratamiento. La capacidad germinativa
aumenta considerablemente al utilizar
semillas estratificadas en arena húmeda a
4°C durante 30 días, alcanzando en este
87
caso cerca del 90% (Donoso y Cabello,
1978).
INIA (Protocolo 2) analizó el efecto de
escarificación mecánica y distintos tiempos
de remojo en ácido sulfúrico y agua caliente
sobre la germinación de semillas de culén,
confirmando la existencia de latencia física
en las semillas de esta especie. En efecto, los
tratamientos de escarificación mejoraron
significativamente la germinación de semillas
respecto a semillas control (Figura 18). Los
mejores resultados fueron obtenidos por
semillas remojadas por 15 y 20 minutos en
ácido
sulfúrico,
similar,
pero
significativamente menor, resultó el remojo
por 10 minutos en ácido sulfúrico (90%). La
escarificación mecánica también obtuvo
resultados
satisfactorios,
aunque
significativamente más bajos. El remojo por 5
minutos en ácido sulfúrico o en agua
caliente, resultaron ser insuficientes para
vencer la gruesa testa de las semillas de
culén, logrando apenas sobrepasar el 10% de
germinación.
Figura N° 18
GERMINACIÓN DE SEMILLAS DE Otholobium glandulosum BAJO DISTINTOS TRATAMIENTOS PREGERMINATIVOS.
Letras distintas indican diferencias significativas (alfa = 0,05). Barras de error indican desviación estándar.
En cuanto a la velocidad de germinación, los
mejores tratamientos fueron también los
más rápidos, alcanzando su máxima
germinación en el primer día de ensayo.
Remojo en ácido sulfúrico por 5 y 10
minutos, además de la escarificación
mecánica resultaron ser un poco más lentos,
alcanzando su máximo a cuatro días de
iniciado en ensayo (Figura 19).
88
Figura N° 19
CURVAS DE GERMINACIÓN ACUMULADA DE SEMILLAS DE Otholobium glandulosum
BAJO DISTINTOS TRATAMIENTOS PREGERMINATIVOS
VIVERIZACIÓN. La reproducción de esta
especie puede hacerse por semillas
sembradas durante el verano o por estacas,
en la época otoñal. Es de crecimiento rápido
si tiene las condiciones de humedad
apropiada (Tima, 1998, cit. por Hirzel et al.,
2004).
89
5.10 MIMOSACEAE
Nombre científico: Acacia caven (Mol.) Mol.
Nombre común: Espino, Espino Maulino,
Charque, Cavén, Espinillo, Aromo
(Fotografía: Gustavo Bolados, INIA)
ASPECTO GENERAL. El espino es un arbusto
o árbol pequeño de hasta 5 m a 6 m de
altura, que constituye una de las
formaciones vegetales de mayor amplitud
geográfica del Llano Central (Muñoz y Pérez,
1981). Posee tronco tortuoso, con corteza
oscura y agrietada, ramas gruesas con
espinas agudas de largo variable y copa
semiesférica. Sus hojas son caducas,
compuestas, bipinnadas, con 12 a 20 pares
de foliolos pequeños, oblongos y sésiles. Las
flores se encuentran en glomérulos densos,
de color amarillo anaranjado, sostenidos por
un pedúnculo de 5 mm a 10 mm de largo. Su
fruto es una legumbre subleñosa,
indehiscente, oblonga, de color oscuro
brillante y terminada en un mucrón apical.
Posee varias semillas por vaina, son
comprimidas, oliváceas, de 5 mm a 9 mm de
largo y dispuestas en cuatro hileras dentro
de un tejido esponjoso (Rodríguez et al.,
1983).
DISTRIBUCIÓN Y HABITAT. Se distribuye
desde Copiapó hasta Concepción, en las
laderas orientales de la Cordillera de la
Costa, a través de todo el Valle Central y en
la precordillera andina, entre los 60 y 1.200
msnm, abundando especialmente en la
provincia de Santiago y de Los Andes, donde
forma bosques tupidos, mientras que hacia
el sur del río Laja sólo se encuentran
ejemplares aislados. También se encuentra
en Argentina, Uruguay, Brasil y Paraguay
(Rodríguez et al., 1983).
El espino es la única acacia chilena. Está
adaptado a condiciones secas y terrenos
relativamente pobres. En épocas pasadas los
espinales se componían de individuos de
hasta 10 m de altura, pero en la actualidad
son más pequeños y más dispersos debido a
la habilitación de terrenos para agricultura y
a la explotación indiscriminada del recurso.
Es difícil encontrar regeneración natural
desde semilla, no obstante la especie brota
vigorosamente.
FENOLOGÍA. La floración entre agosto y
diciembre dependiendo de su ubicación
geográfica y su fruto madura durante los
meses de enero y febrero.
USOS. La madera es muy dura, con duramen
café rojizo rodeado de albura amarillenta; se
le utiliza en trabajos de tornería, artesanía y
postes menores. Es muy apreciada para la
fabricación de carbón, situación que es una
de las principales causas de la degradación
de sus poblaciones.
SEMILLAS Y GERMINACION. Las semillas de
espino son duras y con endosperma escaso;
se obtienen colectando los frutos desde el
90
árbol cuando presentan un color oscuro
signo de su madurez (a mediados de febrero
hasta marzo, inclusive). Se contabilizan del
orden de 7.000 a 10.000 semillas por
kilogramo (Donoso y Cabello, 1978). Motoki
et al. (1998) mencionan 8.300 semillas por
kilogramo.
Presentan germinación epigea y latencia
física debido a la dureza y espesor de sus
testas, que impiden la absorción de agua.
Para mejorar su germinación se recomienda
someterlas a escarificación mecánica, la que
permite obtener porcentajes de germinación
de hasta 96%, o remojarlas en ácido sulfúrico
por 2h, obteniéndose así geminaciones de
93% (Muñoz y Pérez, 1981). Un
procedimiento
adecuado
para
la
escarificación química con ácido sulfúrico es
el siguiente:
-Sumergir completamente la semilla seca
dentro del ácido no diluido (1.200 ml por Kg
de semilla). El tratamiento se desarrolla
mejor a 20–27°C; temperaturas más bajas
requerirán tiempos de imbibición más largos.
-Retirar las semillas del ácido, lavarlas
inmediata y prolijamente con abundante
agua corriente fría, durante 5 a 10 min, para
eliminar toda traza de ácido.
-Distribuir las semillas en capas delgadas
sobre una superficie para su secado y
posterior siembra o, alternativamente,
efectuar la siembra inmediatamente con la
semilla húmeda.
-La duración óptima del remojo en ácido
depende del lote específico de semillas,
pudiendo fluctuar entre 20 y 120 min.
Cabello y Alvear (1991) remojaron lotes de
semillas de espino de dos procedencias
(Antumapu y Rinconada de Maipú, RM), por
120 min., en ácido sulfúrico concentrado, y
montaron ensayos de germinación en
oscuridad por 60 días. Obtuvieron
capacidades de germinación fluctuantes
entre 92% y 98,7%, para temperaturas de
incubación entre 10 y 30°C. Con
temperaturas fuera de este rango las
capacidades de germinación se reducen
significativamente.
La escarificación mecánica ha sido probada
con muy buenos resultados (capacidad
germinativa 96% en 5 días). También se
puede recurrir al remojo con agua caliente
entre 70°C a 100°C por algunos segundos a
un par de minutos, pero con resultados
mucho menores (Acuña, 2001).
INIA (Protocolo 2) analizó el efecto de
escarificación mecánica y distintos tiempos
de remojo en ácido sulfúrico y agua caliente
sobre la germinación de semillas de A. caven,
confirmando la existencia de latencia física
en las semillas de espino. Semillas sometidas
a cualquiera de los tratamientos superaron el
3,3% de germinación obtenida por el control.
Los mejores resultados fueron obtenidos por
los tratamientos de escarificación con ácido
sulfúrico por 10, 15 y 20 minutos y el de
escarificación mecánica. Cinco minutos de
remojo en ácido sulfúrico resultó ser un
tratamiento insuficiente para vencer la
latencia de las semillas de espino, sin
embargo entre los otros tiempos ensayados
no se encontraron diferencias significativas.
El tratamiento con agua caliente, a pesar que
superó a la germinación obtenida por el
control, resultó ser igualmente insuficiente
para vencer la latencia de las semillas (Figura
19).
91
Figura N° 19
GERMINACIÓN DE SEMILLAS DE Acacia caven BAJO DISTINTOS TRATAMIENTOS PREGERMINATIVOS.
Letras distintas indican diferencias significativas (alfa = 0,05). Barras de error indican desviación estándar.
Con respecto a la velocidad de germinación,
las curvas resultaron bastante homogéneas
para los distintos tiempos de remojo en
ácido sulfúrico (Figura 20). El tratamiento de
escarificación mecánica resultó levemente
más lento en sus inicios, sin embargo logró
su máxima germinación alrededor del día 3 al
igual que el resto de los tratamientos. El
remojo en agua caliente resultó ser un poco
más lento que los otros tratamientos,
iniciando su germinación al tercer día, para
seguir aumentando paulatinamente.
Figura N° 20
CURVAS DE GERMINACIÓN ACUMULADA DE SEMILLAS DE ACACIA CAVEN
BAJO DISTINTOS TRATAMIENTOS PREGERMINATIVOS.
92
VIVERIZACIÓN. La producción de plantas de
espino no reviste mayores problemas cuando
su semilla ha sido tratada con ácido sulfúrico
y las plántulas se protejan del sol después de
la siembra. Según Motoki et al. (1998), esta
debe
efectuarse
en
primavera,
recomendando usar como sustrato una
mezcla de arena y tierra en proporción de
1:3. También se señala que la siembra puede
realizarse en almácigos, en un sustrato
compuesto arena, compost y tierra de jardín
(2:1:1), para posteriormente repicar las
plántulas a contenedores individuales
cuando presentan dos o cuatro hojas
verdaderas. Alternativamente se puede usar
tierra ácida con buen contenido de materia
orgánica, señalándose que el repique puede
efectuarse cuando las plantas tienen entre
10 cm y 15 cm de altura.
La siembra debe efectuarse en octubre a
semisombra, situación que produce los
mejores resultados que los obtenidos con
siembras en noviembre, diciembre o
posteriores. No obstante, Muñoz y Pérez
(1981) en su estudio sobre los factores que
influyen en la producción de plantas de A.
caven, concluyen que la mejor combinación
de factores resulta de la siembra en octubre,
a pleno sol, con riego profundo y en
contenedores profundos.
CRECIMIENTO Y DESARROLLO DE PLANTAS.
A. caven posee una raíz pivotante muy
profunda que le permite sacar agua desde
napas subterráneas y resistir épocas de
sequía. Las plantas desarrollan rápidamente
su sistema radicular en profundidad. La
penetración del sistema radical se ve
incrementada por el labrado del suelo. El
sombreado de las plantas es beneficioso, y
afecta significativamente su supervivencia y
también el tamaño y verdor de las hojas, sin
embargo, A. caven es una especie intolerante
(Cabello y Alvear, 1991).
93
Nombre científico: Prosopis chilensis (Molina)
Stuntz. Emend. Burkart
Nombre común: Algarrobo, Algarrobo blanco,
Algarrobo de Chile.
(Fotografía: Gustavo Bolados, INIA)
ASPECTO GENERAL. Árbol de larga vida, de
tronco corto, 3m a 10 m de altura, con
diámetro a la altura de pecho de 0,6 m hasta
1 m, copa redondeada, color verde oscuro,
ramas flexuosas, nudosas, parcialmente
espinosas, espinas axilares, geminadas,
duras, de hasta 10 cm de longitud. Como
todas las especies del género Prosopis,
también tienen la capacidad de fijar
nitrógeno, debido a la relación simbiótica
con bacterias del género Rhizobium. Sus
hojas son deciduas, glabras, de 1 a 3 yugas
con mucrón alargado de 2 mm de longitud,
peciolo de 1,5 cm a 12 cm de longitud, pinas
con 10 a 20 yugas, foliolos distantes entre 4
mm a 12 mm entre par y par. Sus flores están
dispuestas
en
racimos
espiciformes,
densifloros de 7 cm a 12 cm de longitud de
color verde-blanquecinas a amarillentas,
cerca de 250 por racimo, cáliz de 1 mm de
longitud. Pétalos de 3 mm de longitud,
velludos en la cara interna, estambres de 5
mm a 6 mm de longitud, ovario pubescente.
Su fruto es una legumbre linear comprimida
con los márgenes paralelos, de color pajizo,
estipitada y acuminada casi recta, de 12 a 18
cm de longitud por 1 cm a 1,8 cm de ancho
por 0,6 cm de grosor. Mesocarpio azucarado,
palatable con 20 a 32 artejos transversales
rectangulares, sub-coriáceos, fáciles de abrir.
Semillas ovoides comprimidas, castañas de 6
mm a 7 mm de longitud por 3,4 mm a 5,1
mm de ancho por 1,8 mm a 2,5 mm de
grosor. Se ha verificado la existencia de
varias formas y tamaños de frutos, siendo la
única característica común el hecho que los
frutos sean comprimidos.
DISTRIBUCIÓN Y HABITAT. Se encuentra
desde el sur del Perú hasta el paralelo 34°S
aproximadamente, siendo muy abundante
en el Norte de Chile y también en el Norte de
Argentina. Esta especie es cultivada en
muchos países del mundo. Crece en zonas de
50 mm hasta 350 mm de precipitación. Por
debajo de los 300 mm se comporta como
freatófila obligada. Su rango de distribución
abarca temperaturas desde 49°C de máxima
absoluta hasta los -20°C. Se encuentra en
distintos tipos de suelo, especialmente en los
franco arenosos. Tolera suelos con cierto
tenor salino pero no soporta anegamientos,
también se encuentra en suelos con cierta
pedregosidad o aluvionales, hasta los 1.000
msnm. La mayor altitud en que se desarrolla
son los 2500 msnm a 2800 msnm en el borde
oriental del Salar de Atacama. Algarrobo es
una especie tolerante a la sequía, sales y
arena; siendo extremadamente eficiente con
el consumo de agua.
FENOLOGÍA. La floración se produce desde
septiembre a noviembre. La polinización es
entomófila,
preferentemente
por
himenópteros. La fructificación comienza a
fines de diciembre y se extiende hasta fines
de febrero. La mayor producción de frutos
ocurre en años de sequía.
94
ESTADO DE CONSERVACIÓN. Según la UICN
(2001) está en categoría próxima a la
amenaza o con posibilidad de ser calificada
en una categoría de mayor amenaza en un
futuro próximo.
USOS. Su madera se usa para postes,
carpintería, artesanía y leña. Sus frutos para
alimentación animal y humana y sus vainas
para harina y miel. Es un árbol con valor
ornamental y en agroforestería usada para
establecer cortinas cortavientos. La alta
densidad de su madera dificulta su trabajo
en artesanía, pero es muy usada para la
fabricación de puertas y pisos, parquets,
partes de zapatos, cascos de vino. Debido a
su tolerancia a la sequía y extremo desarrollo
del sistema radicular es utilizado para la
recuperación de suelo, cumpliendo además
funciones forrajeras y medicinal (fruto).
SEMILLAS Y GERMINACION. Las semillas de
algarrobo se cosechan entre marzo y agosto.
Según Donoso y Cabello (1978), el número
de semillas por Kilogramo oscila entre 15.000
y 20.000 que se obtiene de trillar de 9 a 11
Kg vainas secas (Donoso, 2006). Según
Motoki et al. (1998), su germinación es
epigea. Sanitariamente se caracterizan por
ser frecuentemente atacadas por pequeños
escarabajos (Coleoptera; Bruchidae) que se
alimentan de ellas incluso dentro de la
legumbre. La capacidad germinativa supera
el 95%. Es necesario escarificarlas; esto se
logra remojando la semilla en una solución
de acido sulfúrico, pasando una cara de la
semilla por papel de lija de grano fino o bien
colocando las semillas en un recipiente con
agua a 80°C, dejándolas 24 h y luego
sometiéndolas a un golpe de frio (Donoso,
2006).
INIA (Protocolo 2) analizó el efecto de
escarificación mecánica y distintos tiempos
de remojo en ácido sulfúrico y agua caliente
sobre la germinación de semillas de P.
chilensis, confirmando la existencia de
latencia de cubierta en las semillas de
algarrobo. Semillas sometidas a cualquiera
de los tratamientos superaron al 35% de
germinación obtenida por el testigo. Todos
los tratamientos alcanzaron una germinación
cercana al 100%. Resultados levemente
menores mostraron los tratamientos de 20
minutos de remojo en ácido sulfúrico y agua
caliente (Figura 21). La alta germinación
lograda, incluso por los tratamientos menos
intensos, sumado a que el control mostró
resultados que no fueron tan bajos, permiten
afirmar que la cubierta de la semilla de
algarrobo impone una barrera para la
germinación pero de carácter leve,
fácilmente franqueable con los tratamientos
ensayados.
En cuanto a la velocidad de germinación se
observó
una
rápida
germinación,
obteniéndose en un par de días la máxima
germinación en todos los tratamientos de
remojo en ácido sulfúrico y escarificación
mecánica (Figura 4). El tratamiento de
remojo en agua caliente resultó un poco más
lento, obteniéndose la germinación máxima
entre los días 4 y 6 de iniciado el ensayo
(Figura 22).
95
Figura N° 21
GERMINACIÓN DE SEMILLAS DE Prosopis chilensis BAJO DISTINTOS TRATAMIENTOS PREGERMINATIVOS.
Letras distintas indican diferencias significativas (alfa = 0,05). Barras de error indican desviación estándar.
Figura N°22
CURVAS DE GERMINACIÓN ACUMULADA DE SEMILLAS DE PROSOPIS CHILENSIS
BAJO DISTINTOS TRATAMIENTOS PREGERMINATIVOS.
VIVERIZACIÓN. La siembra se efectúa en el
mes de octubre. Dalmasso et al. (1994)
recomiendan sembrar semillas, previamente
remojadas por 24 horas en agua, en
contenedores de polietileno de 30 cm de
longitud por 5 cm de diámetro. Como
sustrato utilizan tierra esterilizada de textura
arenosa, donde las semillas se entierran a 3
cm de profundidad. El primer riego post
siembra lo efectúan con una solución del
fungicida orgánico Captan en concentración
de 5 g/L. Los riegos posteriores los efectúan
96
a razón de tres veces por semana. Una vez
producida la emergencia de las plántulas,
estas se repican para dejar un ejemplar por
contenedor. Al respecto, contenedores de
mayor longitud resultan más adecuados para
garantizar la supervivencia de las plantas en
terreno (Tapia et al., 2005).
Una de las investigaciones realizadas por
Vilela y Ravetta, 2001 en el género Prosopis
(P. alba, P. chilensis, P. flexulosa, P. velutina,
P. pubescens) evaluaron la influencia de tres
métodos de escarificación que consistieron
en: Mecánico, donde las semillas fueron
heridas con una hoja de afeitar; químico, en
el cual las semillas fueron escarificadas con
acido sulfúrico 1N por 15 min, lavadas con
agua corriente tres veces por dos minutos y
remojo en agua por 15 a 30 min; y termal,
consistente en sumergir las semillas en agua
hirviendo se deja hasta que el agua alcanza la
temperatura ambiente. Se evaluó el efecto
de estas escarificaciones de las semillas
sobre la germinación y crecimiento de las
plántulas en tres medios de crecimiento
(Suelo de Prosopis, Suelo de Prosopis + N y
Mezcla comercial de vivero). Los resultados
indican que todos los métodos de
escarificación usados promovieron la
germinación en todas las especies evaluadas,
excepto el tratamiento químico para P.
chilensis y el tratamiento termal para P.
velutina y P. pubescens, estas últimas de
América del Norte. P. chilensis mostró sus
mejores resultados de germinación (35%)
con el tratamiento termal y P. flexulosa
(40%) con el tratamiento mecánico.
DESARROLLO Y CRECIMIENTO DE PLANTAS.
P. chilensis tiene muy buena respuesta al
rebrote. Los arboles obtenidos de esta forma
son de más rápido crecimiento en los
primeros años, ya que aprovechan el sistema
radicular del árbol madre.
97
Nombre científico: Prosopis flexuosa DC.
Nombre común: Algarrobo dulce, Algarrobo
negro, árbol negro, lamaro
(Fotografía: Gustavo Bolados, INIA)
ASPECTO GENERAL. Es un árbol xerofítico,
nativo, que alcanza una altura de 3 m a 10 m.
Crece entre las Regiones de Atacama y
Coquimbo, con distribución restringida.
Posee troncos que pueden sobrepasar un
metro de diámetro, con ramas terminales
pendulares; espinas axilares, generalmente
pequeñas o ausentes, que en ocasiones
pueden ser robustas, alcanzando longitudes
de 3 cm a 4 cm. Sus hojas son caducas,
compuestas y bipinadas.
Las flores se presentan en inflorescencias de
racimo, las cuales son espiciformes y de color
amarillo verdoso, con cáliz campanulado; con
una corola compuesta de cinco pétalos
libres, vellosos en el interior. El androceo
posee 10 estambres, mayores que los
pétalos; el gineceo posee un ovario súpero,
unicarpelar, pedicelado y pubescente. Su
fruto es una legumbre con mesocarpio
pulposo y rico en azúcares (Arancio y
Marticorena, 2008). Se caracteriza por las
estrangulaciones que presenta la vaina entre
semilla y semilla, que permiten con certeza
distinguirlo de otras especies del género.
DISTRIBUCIÓN Y HABITAT. Se distribuye en
las regiones áridas de Sudamérica (oeste
árido de Argentina y centro-norte de Chile)
(Roig, 1987). En Argentina, se encuentra en
la diagonal árida al este de la Cordillera de
Los Andes (Roig, 1993). En Chile, habita en
las regiones de Copiapó (Roig, 1993),
Coquimbo y en el valle de Elqui. Las
poblaciones se distribuyen desde el nivel del
mar (sur de Buenos Aires) hasta los 2.200
msnm en valles de la cordillera de los Andes
(Burkart, 1976). Existen trabajos que señalan
poblaciones de P. flexuosa en Bolivia, aunque
no cuentan con especificación de los lugares
exactos de procedencias (Larrea- Alcázar y
López, 2005;). Por el contrario, otros autores
la ubican solo en Argentina y Chile (Steibel y
Troiani, 1999).
ESTADO DE CONSERVACIÓN. Según la UICN
(2001) (2001), está en categoría de casi
98
amenazada (riesgo bajo). En la Región de
Atacama se señala como una especie en
peligro (Arancio y Marticorena, 2008). Esta
especie presenta una distribución muy
acotada, donde exhibe una escasa
regeneración.
FENOLOGÍA: La floración se manifiestan en
primavera.
USOS. Su madera es utilizada para la
elaboración de leña y carbón. Es considerada
una especie forrajera, útil para programas de
Agroforestería.
SEMILLAS Y GERMINACIÓN. Las semillas de
las especies del género Prosopis presentan
un tegumento duro, de modo que para
aumentar la velocidad y porcentaje de
germinación suelen ser escarificadas por
métodos mecánicos o químicos (Tapia et al.,
2005). Estas semillas suelen ser atacadas por
pequeños
escarabajos
(Coleoptera;
Bruchidae) que se alimentan de ellas incluso
dentro de la legumbre. Las semillas
perforadas no germinan y pueden ser
separadas del resto por inspección visual o
mediante una prueba de flotación en agua
(las semillas que flotan son las dañadas).
Killian (1988) analiza el efecto de la presencia
del endocarpo del fruto y de diferentes
tratamientos pregerminativos. Los mejores
resultados los obtiene con semilla
escarificada y sin endocarpo, la que germina
en un 70%; por su parte, semillas sin
endocarpo y sin escarificación germinan en
un 40%. El mismo autor evalúa el efecto de
remojar las semillas durante 24 h en agua
con temperatura inicial de 100°C, lo que en
P. flexuosa permite obtener un porcentaje de
germinación superior al 80%. Respecto al
almacenamiento de las semillas de esta
especie, se ha demostrado que la semilla
guardada limpia, después de un año,
responde en mejor forma a los tratamientos
pregerminativos de remojo en agua
hirviendo, que aquella conservada dentro de
los frutos. Las primeras germinan en un 78%,
mientras que las segundas sólo alcanzan un
25% de germinación.
INIA (Protocolo 2) analizó el efecto de
escarificación mecánica y distintos tiempos
de remojo en ácido sulfúrico y agua caliente
sobre la germinación de semillas de P.
flexuosa, confirmando la existencia de
latencia de cubierta en las semillas de esta
especie. Semillas sometidas a cualquiera de
los tratamientos ensayados superaron
significativamente la germinación obtenida
por el testigo sin tratamiento; los mejores
resultados fueron obtenidos por los
tratamientos de remojo en ácido sulfúrico
por 10 minutos y por la escarificación
mecánica, de cerca le siguió el tratamiento
de 5 minutos de ácido, aunque resultó
significativamente menor. Los tratamientos
de 20 minutos de remojo en ácido sulfúrico y
remojo en agua caliente resultaron ser
aparentemente excesivos ya que causaron
daños a las semillas (Figura 23).
99
Figura N° 23
GERMINACIÓN DE SEMILLAS DE Prosopis flexuosa BAJO DISTINTOS TRATAMIENTOS PREGERMINATIVOS.
Letras distintas indican diferencias significativas (alfa = 0,05). Barras de error indican desviación estándar.
Según el mismo ensayo de INIA (Protocolo
2), las semillas mostraron una muy rápida
germinación, alcanzando sus máximos
valores al primer día de instalado el ensayo
en los tratamientos con ácido sulfúrico,
mientras que semillas tratadas con
escarificación mecánica y agua caliente
mostraron una germinación un poco más
lenta, alcanzado su máxima germinación a
los 4 días de instalado el ensayo (Figura 24).
Figura N° 24
CURVAS DE GERMINACIÓN ACUMULADA DE SEMILLAS DE PROSOPIS FLEXUOSA
BAJO DISTINTOS TRATAMIENTOS PREGERMINATIVOS.
100
VIVERIZACIÓN. La multiplicación a través de
semillas es la forma más común y económica
de obtener plantas de especies del género
Prosopis (Tapia et al., 2005). En la
viverización se debe tener en consideración
el hábito freatófito de estas especies, las
cuales
desarrollan
una
larga
raíz.
Particularmente, P. flexuosa presenta una
raíz principal dominante con ramificaciones
laterales conspicuas, que le asegura gran
capacidad de exploración en profundidad.
Este comportamiento se mantiene en estado
adulto, donde exhibe una raíz leñosa vertical
que no se ramifica, o lo hace a gran
profundidad, y una corona de raíces
superficiales que se extienden lateralmente
hasta a 35 m del tronco. En plantas de vivero
la longitud de las raíces es entre 2 y 6,3 veces
mayor que la de la parte aérea. Al respecto,
contenedores de mayor longitud resultan
más adecuados para garantizar la
supervivencia de las plantas en terreno. Para
la producción de plantas en vivero de
Prosopis chilensis y P. flexuosa, Dalmasso et
al. (1994) siembran 5 semillas, previamente
remojadas por 24 horas en agua, en
contenedores de polietileno de 30 cm de
longitud por 12 cm de diámetro. Como
sustrato utilizan tierra esterilizada de textura
arenosa, donde las semillas se entierran a 3
cm de profundidad. El primer riego post
siembra lo efectúan con una solución del
fungicida orgánico Captan en concentración
de 5 g/L. Los riegos posteriores los efectúan
a razón de tres veces por semana. Una vez
producida la emergencia de las plántulas,
estas se repican para dejar un ejemplar por
contenedor. En relación al sustrato de
viverización, distintos ensayos con diferentes
especies de Prosopis confirman que sustratos
fertilizados con productos de liberación
controlada (NPK 14:14:14) y fosfato
diamónico, ambos a razón de 2 kg/m3 de
sustrato, resultan más apropiados que
sustratos sin fertilizar, en términos de altura
total y diámetro de cuello de las plantas (Díaz
y Tesson, 2001; cit por Díaz et al., S/F). Por su
parte los suelos de textura franca resultan un
sustrato más apropiados que las mezclas con
corteza de pino.
101
Nombre científico: Prosopis alba Griseb.
Nombre común: Algarrobo blanco
(Fotografía: Gustavo Bolados, INIA)
ASPECTO GENERAL. Es un árbol xerofítico, de
hasta 15 metros de altura y copa amplia.
Posee un tronco de 40-80 cm de diámetro
con corteza delgada, grisácea, con estrías
oblicuas poco marcadas. Sus ramas son
gruesas y tortuosas, con espinas poco
abundantes, de 1-3 cm de largo. Sus hojas
son caducas, bipinadas y alternas, con 20 a
35 pares de foliolos opuestos, lineares de 720 mm x 1,5-3 mm. Sus flores son
hermafroditas de 5-7 mm de largo; poseen
un
cáliz
campanulado,
escasamente
pubescente; corola con 5 pétalos libres de 23 mm x 1 mm, terminados hacia el ápice en
un mechón de pelos; 10 estambres de
filamento glabro, con anteras pequeñas
dotadas de una glándula apical; el ovario es
oblongo con estilo glabro y estigma poco
notorio. La floración se manifiesta en
racimos cilíndricos, de color amarillo y
disposición
pendular.
Sus
frutos,
corresponden a una legumbre amarilla,
coriácea, plana, de forma semicircular, a
veces recta, de 12-25 cm x 1,5 cm, donde en
sus caras laterales se presentan marcas
transversales debidas al relieve de las
semillas. Se distingue por poseer legumbres
mucho más gruesas y grandes que el resto de
los Prosopis y con notorios tintes morados.
Las semillas se encuentran en número de 1530 por legumbre, son lisas, de color castaño,
de 6-7 mm x 4-5 mm, de forma elipsoídea a
subglobosa y con los flancos laterales
comprimidos.
DISTRIBUCIÓN Y HÁBITAT. Crece en el norte
de Chile desde la provincia de Iquique hasta
la de El Loa. Es una especie típica de la zona
desértica, que se desarrolla en zonas donde
existen napas freáticas de relativa
profundidad, asociándose frecuentemente
con tamarugo. Se le encuentra también en
Perú, Sur de Bolivia, Argentina, Uruguay y
Paraguay (Rodríguez et al., 1983). Respecto a
su origen (Burkart, 1940; cit por Rodríguez et
al., 1983) especula que podría ser sólo una
especie cultivada o subespontánea en el
norte de Chile, donde habría sido introducida
desde Argentina.
FENOLOGÍA. La floración se produce entre
noviembre y diciembre y la fructificación se
manifiesta en febrero.
USOS. P. alba es una especie escasa, cuya
madera, de gran densidad y durabilidad, se
usa localmente en postes para cercos y
construcciones menores.
SEMILLAS Y GERMINACIÓN. Las semillas de
las especies del género Prosopis presentan
un tegumento duro, de modo que para
102
aumentar la velocidad y porcentaje de
germinación suelen ser escarificadas por
métodos mecánicos o químicos (Tapia et al.,
2005). El proceso de germinación se produce
rápidamente una vez que el agua penetra en
la semilla. La mejor tasa de germinación
(energía germinativa) se obtiene con
temperaturas de alrededor de 30°C, si bien
germinan entre los 20-40 °C, parece ser que
el efecto de la temperatura incide
fundamentalmente en la regulación de la
cantidad y ritmo de absorción de agua en la
semilla en germinación. La luz no incide en la
germinación, pero sí en el desarrollo de la
plántula (Prokopiuk y Chifa, 2000).
El mejor tratamiento pregerminativo para P.
alba es remojar las semillas durante 24 h en
agua con temperatura inicial de 100°C, lo
que permite obtener un porcentaje de
germinación cercano al 100% (Killian, 1988)
En relación al almacenamiento de las
semillas, se observa que la capacidad de
germinación decrece en función del tiempo
de permanencia en cámara de frío. Spoljaric
y Ojeda (2007) establecen que semillas
frescas de P. alba presenta una capacidad de
germinación de 96,5%, mientras que otras
almacenadas por 10 años logran un 68%.
INIA (Protocolo 2) analizó el efecto de
escarificación mecánica y distintos tiempos
de remojo en ácido sulfúrico y agua caliente
sobre la germinación de semillas de P. alba,
confirmando la existencia de una intensa
latencia de cubierta en las semillas de este
algarrobo. En efecto, semillas sin tratamiento
no fueron capaces de germinar en el período
ensayado, su cubierta impermeable impidió
la entrada de agua a las semillas, evitando su
imbibición. Semillas sometidas a cualquiera
de los tratamientos pregerminativos
superaron a los resultados del control (Figura
25). Los mejores resultados fueron obtenidos
por el remojo en ácido sulfúrico por 10 y 15
minutos y por la escarificación mecánica,
seguidos muy de cerca por 5 minutos en
ácido sulfúrico, pero significativamente
menor. Remojo en agua caliente y por 20
minutos en ácido sulfúrico resultaron ser
tratamientos aparentemente excesivos, ya
que provocaron la muerte de algunas
semillas. En cuanto a la velocidad de
germinación, las curvas de germinación
mostraron un comportamiento homógeneo
entre los distintos tratamientos de
escarificación ácida y mecánica, alcanzando
el máximo a los dos días de instalado el
ensayo (Figura 26). Sólo el remojo en agua
caliente resultó un poco más lento, el cual
alcanzó su máximo a los 6 días de instalado
el ensayo.
103
Figura N°25
GERMINACIÓN DE SEMILLAS DE Prosopis alba BAJO DISTINTOS TRATAMIENTOS PREGERMINATIVOS.
Letras distintas indican diferencias significativas (alfa = 0,05). Barras de error indican desviación estándar.
Figura N°26
CURVAS DE GERMINACIÓN ACUMULADA DE SEMILLAS DE Prosopis alba
BAJO DISTINTOS TRATAMIENTOS PREGERMINATIVOS
VIVERIZACIÓN. La multiplicación a través de
semillas es la forma más común y económica
de obtener plantas de especies del género
Prosopis (Tapia et al., 2005). En la
viverización se debe tener en consideración
el hábito freatófito de estas especies. En
relación al sustrato de viverización, se
recomienda los sustratos fertilizados con
productos de liberación controlada (NPK
14:14:14) y fosfato diamónico, ambos a
razón de 2 kg/m3 de sustrato (Díaz y Tesson,
2001; cit por Díaz et al., S/F).
104
Coincidentemente, en el caso particular de
Prosopis alba, Díaz et al. (s/f) señalan que la
utilización de corteza de pino en
proporciones superiores al 50%, no
constituye un sustrato adecuado para la
viverización de plantas de esta especie.
Navall et al., (2010) proponen un esquema
para la producción en vivero de plantas de
Prosopis chilensis, P. alba y P. flexuosa, que
permite obtener un alto porcentaje de
plantas con un índice de calidad satisfactorio.
El procedimiento contempla efectuar la
siembra en octubre, usando semillas
escarificadas y posteriormente remojadas
por 24 h en agua a temperatura ambiente.
En este caso se propone una escarificación
mecánica, agitando las semillas por 10 min
dentro de un tarro cuyas paredes internas se
revisten con lija. Una vez tratadas, las
semillas se siembran en forma directa en
contenedores de polietileno transparente y
sin fondo (mangas de polietileno de 4 cm de
diámetro, cortadas a 20 cm de longitud), los
cuales se disponen sobre mesones de rejilla
que inducen la poda espontánea de las raíces
que sobresalen por el fondo del contenedor.
Se siembran 3 semillas por contenedor.
Como sustrato se utiliza una mezcla
homogénea compuesta por un 70: 15: 15 de
tierra de hojas, suelo de textura arenosa y
humus de lombriz, respectivamente.
Con el objeto de evitar ataques de hongos, el
procedimiento considera la utilización de
Benomyl al 50%, aplicado en solución con
fumigadoras manuales, después de haber
humedecido el sustrato y realizado la
siembra.
Una vez emergidas las plántulas se
mantienen en vivero durante 30 días y
posteriormente se les traslada a un área de
endurecimiento donde se les aplica riego 3
veces por semana durante 15 días y
posteriormente se reduce a dos veces por
semana.
PROPAGACIÓN VEGETATIVA. P. alba es
considerada una especie de buen
desempeño para el enraizamiento de
estacas. Klass et al. (1985, cit. por Arce y
Balboa, 1991) mencionan que cuando las
estacas de esta especie se exponen a altas
concentraciones de hormonas, es posible
inducir un alto porcentaje de enraizamiento.
MICROPROPAGACION. Tapia et al. (2005)
señala resultados satisfactorios en las fases
iniciales de multiplicación in vitro de especies
de Prosopis, obteniendo bajas tasas de
contaminación
y
oxidación.
Ensayos
efectuados por Tabone et al. (1986, cit. por
Arce y Balboa, 1991) para micropropagar
individuos adultos de P. alba, sólo
permitieron inducir múltiples brotes, pero no
lograron enraizar los explantes ni obtener
vitroplantas completas. Usando explantes
obtenidos desde plantas juveniles, Jordan et
al. (1985, cit. por Arce y Balboa, 1991)
consiguen regenerar plantas completas en
un 40% de las pruebas.
Lima (1988) evalúa la respuesta rizogénica de
estacas de distintas especies de Prosopis,
entre ellas P. alba. Como fuente de estacas
utiliza brotes de un año de plantas silvestres
creciendo en terreno. Utiliza estacas de 10
cm de largo por 3-5 mm de diámetro, con
cuatro brotes, dos de ellos en la parte aérea
de la estaca, donde conserva el 100% de las
hojas. Como tratamiento fungicida remoja
las estacas en una solución de Captan en
concentración de 2 g/L de agua. Como
enraizante utiliza ácido indolbutírico (AIB) a
razón de 2.000 ppm. Las estacas las
establece en bolsas de polietileno con un
sustrato compuesto por una mezcla de arena
con vermiculita, en proporción volumétrica
de 4:1. Al momento de establecer las estacas
en el sustrato, y una vez por semana durante
tres semanas, aplica fertilización foliar a
razón de 2ml/L para 400 plantas.
Posteriormente, a partir de la cuarta semana,
aplica en forma semanal y hasta los 60 días
fertilización sólida compuesta por NPK
105
(5:7:13) a razón de 0,3 g/planta. El
enraizamiento lo conduce en invernadero y
evalúa los resultados a los 150 días desde el
establecimiento. En el caso de P. alba
obtiene un 44% de enraizamiento y un 2% de
estacas con callo. Las estacas enraizadas
presentaron un promedio de 1,3 brotes, con
una longitud media de 32 cm.
106
5.11 MONIMIACEAE
Nombre científico: Peumus boldus (Molina)
Johnston
Nombre común: Boldo, Folo
(Fotografía: Gustavo Bolados, INIA)
ASPECTO GENERAL. Es un árbol dioico que
puede alcanzar hasta los 20 m de altura,
aunque su tamaño más frecuente varía entre
3 m a 6 m, presentándose frecuentemente
con un hábito arbustivo. Su tronco es corto,
con corteza gris-parda, delgada, ligeramente
rugosa y agrietada en los árboles más viejos.
Posee un follaje denso con una copa globosa.
Sus hojas son perennes, simples, opuestas,
coriáceas, muy aromáticas, con la cara
superior color verde oscuro, brillante y
áspera al tacto, envés pálido, pubescente; la
lámina es aovada a elíptica, con ápice
obtuso, base redondeada, margen entero y
revoluto, de 2,5-5 cm x 2-2,5 cm, con pecíolo
corto y nervadura hundida. Presenta
inflorescencias axilares o terminales, en
racimos de 5 a 12 flores. Las flores son
unisexuadas, de color blanco-amarillento; las
masculinas con numerosos estambres de
filamento
corto
insertos
en
un
ensanchamiento del receptáculo; las
femeninas, con ovario alargado y
pubescente, estilo muy corto y estigma
arqueado. Su fruto es una drupa ovoide
carnosa, de 6 mm a 8 mm de longitud, de
color amarillo verdoso, con un endocarpio
duro o pétreo donde se ubica la semilla; se
encuentran en grupos de 2 a 5 sobre un
pedúnculo,
raramente
se
presentan
solitarios. La semilla es globosa-ovoide, con
un diámetro de 6 mm a 7 mm, con
abundante endosperma y cotiledones de
gran tamaño (INFOR, 2010; Rodríguez et al.,
1983).
DISTRIBUCIÓN Y HABITAT. Es endémico de
Chile, donde crece desde la provincia de
Limarí hasta la de Osorno, siendo
especialmente abundante en las provincias
centrales, entre Curicó y Bio Bio, donde se
encuentra esparcido en los faldeos asoleados
de ambas cordilleras, hasta los 1.000 msnm.
Su carácter semixerófito le permite
adaptarse a condiciones de sequía
relativamente severas y crecer sobre suelos
pedregosos (Rodríguez et al., 1983).
FENOLOGÍA. Florece entre junio y agosto.
Sus frutos maduran entre diciembre y enero
USOS. El principal uso de la especie es la
producción de boldina, un alcaloide usado en
medicina, el cual se extrae desde sus hojas.
Su madera se utiliza para fabricar carbón
vegetal de moderada calidad. Sus frutos son
dulces y comestibles, al fermentarlos
producen brebajes alcohólicos. La corteza
contiene taninos que se usan en curtiembre.
SEMILLAS Y GERMINACION. La propagación
de boldo se realiza principalmente por
semillas, de las cuales se contabilizan entre
6.000 y 14.300 unidades por kilogramo
(Donoso y Cabello, 1978). También se
107
regenera vegetativamente por rebrote de
tocón y existen antecedentes de su
multiplicación por medio de enraizamiento
de estacas (Santelices y Bobadilla, 1997). Sus
semillas requieren un largo periodo para
germinar y lo hacen en una escasa
proporción debido al efecto inhibidor de
aceites esenciales existentes en el pericarpio
(Rodríguez et al., 1983) y por la resistencia
mecánica que este impone a la expansión del
embrión.
Mediante aislación y cultivo de embriones in
vitro, Muñoz (1986) demuestra que los
embriones no presentan latencia y que la
totalidad de ellos germina en pocos días.
Sugiere que las dificultades de germinación
de las semillas son consecuencia de los
tejidos que la rodean, destacando que
aquellas que presentan daños en sus testas
germinan mejor que con las testas intactas.
Atendiendo a que la germinación depende
en forma considerable de los balances entre
giberelinas y ácido abscísico, sugiere que
esta se puede mejorar con aplicación de
reguladores de crecimiento. Además, postula
que
las
giberelinas
presentarían
concentraciones adecuadas en semillas
recién cosechada, pero disminuirían durante
el periodo de almacenamiento, por lo que la
aplicación exógena de GA3 facilita la
germinación.
Vogel et al., (2005; citado por INFOR, 2010)
analizan
numerosos
tratamientos
pregerminativos en semillas de boldo,
señalando como más efectivo el remojo en
solución de ácido giberélico, a 10 g/L
durante 48 h, con lo cual se obtiene una
capacidad germinativa de 34% a los 6 meses.
Homann (1969) analizó el efecto de los
diferentes pretratamientos, concluyendo que
la escarificación mecánica mediante lijado
del endocarpio arrojó un 19% de
germinación.
Muñoz (1986) recomienda colectarlas en
diciembre y sembrarlas inmediatamente, con
lo que se puede obtener hasta un 44% de
germinación, la que comienza a manifestarse
después de tres meses.
VIVERIZACIÓN. Con respecto a la
viverización, ésta puede variar entre uno y
dos años. La siembra se debe efectuar con
semilla
fresca
recién
colectada.
Normalmente la semilla cosechada en
verano se siembra en cajones almacigueros,
en otoño del mismo año que se cosechó. Se
usan semillas sin pulpa, las que germinan en
el invierno del año siguiente, y se repican a
contenedores individuales entre fines de
invierno e inicios de primavera (Muñoz,
1986). Para ello se utilizan normalmente
bolsas de polietileno o bandejas de plumavit
(speedling). Como sustrato se puede usar
corteza de pino compostada, o una mezcla
en partes iguales de arena y suelo arcilloso,
idealmente con bastante materia orgánica. El
sustrato debe ser desinfectado para evitar
enfermedades y pérdidas de plantas (INFOR,
2010). Las plántulas alcanzan alturas
promedio de 5,5 cm a los 6 meses de la
germinación (Homann, 1969). Al menos un
mes antes de despachar las plantas a
terreno, se les debe quitar la malla de
sombra y ser regadas abundantemente.
PROPAGACIÓN
VEGETATIVA.
Su
regeneración
es
mayoritariamente
vegetativa, a partir de retoños de tocón, en
los cuales existen lignotúberes con yemas
subterráneas en receso vegetativo, que
permite una regeneración vigorosa después
de un incendio o del talado del árbol.
Santelices y Bobadilla (1997) evaluaron la
respuesta rizogénica de estacas de boldo
obtenidas desde rebrotes de tocón.
Montaron sus ensayos en invernadero y
probaron tres dosis de ácido indolbutírico
(AIB): 5.000, 10.000 y 20.000 ppm, más un
testigo sin hormona. Concluyen que la
especie se puede propagar por este método,
que los porcentajes de enraizamiento son
bajos (no más del 15%) y que no existe
108
efecto significativo de las distintas dosis de
AIB ensayadas.
Por su parte, Jeldres (1998, citado por
www.gestionforestal.cl) señala que la edad
del material vegetal del cual provienen las
estacas de boldo, es un factor importante a
tener en consideración. Probó estacas
provenientes de individuos de diferente
edad, concluyendo que aquellas obtenidas
desde ejemplares juveniles (dos años de
edad) presentan el mejor porcentaje de
enraizamiento (25%). Sugiere como otros
factores a evaluar, la época de colecta de las
estacas y la posición de estas en el árbol.
109
5.12 NOTHOFAGACEAE
Nombre científico: Nothofagus glauca (Phil.)
Krasser
Nombre común: Hualo, Roble maulino,
Roble colorado, Roble blanco.
(Fotografía: Darian Stark, INIA)
ASPECTO GENERAL. Es un árbol monoico,
caducifolio, frondoso, de hasta 30 m de altura y
2 m de diámetro, con tronco recto y cilíndrico.
Su corteza es papirácea, rugosa, decorticarte,
de color gris-rojiza. Sus hojas son alternas, con
pecíolos de 2 mm a 6 mm de largo, de forma
ovada, base subcordada, ambas caras con
glándulas notorias que le dan una textura
áspera al tacto, márgenes ondulados e
irregularmente aserrados. Lámina retorcida de
4 cm a 9 cm, venación pinada muy notoria.
Presenta Pequeñas flores unisexuales; las
masculinas solitarias, pedicelos de hasta 1 cm,
más de 50
estambres; flores femeninas
dispuestas de a 3 en inflorescencias. Su fruto es
una nuez muy dura, amarillenta de 2 cm de
largo y 1 cm de ancho, formada por una cúpula
de 4 valvas angostas, que incluye 3 semillas, las
laterales son triangulares, trialadas, y la interna
plana, bialada (Del Fierro y Pancel, 1998,
Rodríguez et al., 1983, Rodríguez y Quezada,
2003).
DISTRIBUCIÓN Y HABITAT. El Hualo es
endémico de Chile donde crece desde
Colchagua hasta el Bío Bío. Habita en lugares
con fuertes pendientes y periodos de sequías
prolongados dado que es una especie que
presenta una mejor adaptación a ambientes
cálidos. No obstante, la máxima concentración
de esta especie se encuentra en la costa de las
provincias de Talca y Cauquenes, donde forma
masas continuas de importancia. Es una
especie pionera que puede presentarse de
manera abundante localmente (Del Fierro y
Pancel, 1998, citado por Muñoz y Serra, 2006),
siendo común en los Tipos Forestales; RobleHualo y Ciprés de la Cordillera (Olivares et al.,
2005; Stark, 2007).
FENOLOGÍA. Florece entre noviembre y
diciembre (Quiroz et al., 2009). La formación y
maduración de frutos ocurre desde fines de
septiembre hasta fines de marzo iniciándose la
diseminación de la semilla desde ese momento
hasta principios de abril (Donoso et al., 1995).
ESTADO DE CONSERVACIÓN. Según UICN
(2001), se encuentra en categoría de
Vulnerable. Es una especie característica de la
zona mesomórfica de Chile que tiene
problemas de conservación. Actualmente sus
masas boscosas se reduce a algunas escasas
muestras de rodales aún no explotados, desde
las cercanías de Alhué en la Región
Metropolitana a la provincia de Ñuble, Región
del Bío Bío, la mayor extensión se encuentran
en forma de renovales, de estructura,
composición y densidad muy heterogéneas
(Serra et al., 1986, citado por Muñoz y Serra,
2006).
110
USOS. Su madera tiene las mismas aplicaciones
que el roble común, antiguamente muy
utilizado para la fabricación de embarcaciones
maulinas. Es un árbol potencial para reforestar
áreas con fuertes pendientes y de gran valor
ornamental. Actualmente su uso está
restringido a la producción de leña y carbón
(Santelices et al., 1995; Muñoz y Serra, 2006;
Stark, 2007).
SEMILLAS Y GERMINACION. El hualo forma
híbridos con Roble (N. obliqua) generándose N.
leoni Espinoza (Donoso y Landrum, 1979).
Como en la mayor parte de los Nothofagus,
existe añerismo asociado a la producción de
semillas, los años de alta producción son los
más aconsejables para el abastecimiento
debido a que se manifiesta un menor daño por
insectos. El número de semillas por kilo
reportado fluctúa entre 2.000 y 2.800. Se
recomiendan el almacenamiento en frío (4 ±
1°C) y en envases de vidrio herméticos, con ello
puede mantenerse la capacidad germinativa
(Donoso et al., 1995a). Para mejorar la
germinación de las semillas y eliminar algún
tipo de latencia, se recomienda realizar como
tratamiento pregerminativo, un remojo en
giberelina (Provide), por 48 h, en una
concentración de 5 cc en 500 cc de agua
(Quiroz et al., 2009) con el cual se puede
obtener hasta un 74,2 % de germinación.
VIVERIZACIÓN. La época de siembra para
hualo varía de acuerdo al clima, en la zona
mediterránea. Donoso et al., 1995 a
recomiendan hacerla desde la última semana
de agosto hasta la segunda de septiembre.
Para la zona de Valdivia la siembra debería ser
a partir de la segunda quincena de septiembre
hasta la primera semana de octubre. Los
autores
también
recomiendan
una
profundidad de siembra de 2,5 cm a una
densidad de 72 semillas por m2 lo que equivale
a 12 semillas por metro lineal con producción a
raíz desnuda. Por su parte Santelices et al.
(1995) probaron 2 espaciamientos para la
siembra en platabanda, 80 y 160 cm2 por
planta, obteniéndose en ambos caso
sobrevivencias de 23%. En cambio el
espaciamiento si tuvo diferencias significativas
en los diámetros de cuello de las plantas, 2,9
mm y 3,6 mm respectivamente. Estos autores
también probaron el efecto de la luminosidad
(2 niveles, 50% y 100%) sobre la supervivencia
y crecimiento de las plantas. En el caso de la
supervivencia, esta se ve significativamente
afectada
obteniéndose
57%
y
3%,
respectivamente. Sin embargo, la especie
necesita estar sombreada en la etapa de
vivero. De igual modo la luminosidad afecta el
crecimiento en diámetro, pero no la altura. El
diámetro mayor se consiguió con la
luminosidad de 50%. González et al., 2009
produjeron plantas de hualo en bandejas de
poliestireno expandido con cavidades de 280
cc, con corteza de pino de granulometría G-10
como sustrato y en condiciones de invernadero
de polietileno UV. A los 6 meses las plantas
alcanzaron altura promedio de 29 cm y un
diámetro de cuello de 4,49 mm, valores
claramente superiores a los reportados con la
producción de plantas a raíz desnuda.
Según resultados de INFOR (Protocolo 3), al
sembrar semillas, remojadas por 48 horas en
giberelina a 200ppm, en tierra de hoja y
corteza compostada de pino, se observa una
mayor velocidad de emergencia de plántulas
en la corteza, sin embargo al final de la
evaluación no se observan diferencias
significativas (P›0,05) en el porcentaje de
emergencia
para
ambos
sustratos.
Análogamente, tanto la altura como el
diámetro de cuello de las plantas resultan
significativamente superiores en la corteza de
pino (Cuadro 7)
111
Cuadro N° 7
EMERGENCIA, ALTURA Y DIÁMETRO DE CUELLO DE PLANTAS DE NOTHOFAGUS GLAUCA SEMBRADAS EN
CORTEZA DE PINO COMPOSTADA (CPC) Y TIERRA DE HOJAS (TH)
Emergencia de
plántulas (%)
TH
CPC
40
(A)
41
(A)
Velocidad de
emergencia (%)
TH
CPC
37
(día 39)
62
(día 17)
Altura a los 3
meses (cm)
TH
CPC
6,75
(A)
11,95
(B)
Diámetro de cuello a
los 3 meses (mm)
TH
CPC
1,0
(A)
1,14
(B)
Letras distintas entre valores de una misma variable indican diferencias significativas (alfa= 0,05)
PROPAGACION
VEGETATIVA.
Existe
insuficiente información sobre técnicas de
propagación vegetativa.
La información
existente (Santelices y Cabello, 2006) indica
que N. glauca puede propagarse por estacas
de material juvenil provenientes de rebrotes
de tocón, colectadas en el mes de
noviembre. La respuesta de arraigamiento
aumentó a medida que la concentración de
AIB alcanzó hasta 1 % (88 % de estacas
enraizadas), para luego disminuir con una
concentración de 2%. La presencia de hojas
fue fundamental en la respuesta, ya que
estacas sin ellas no indujeron raíces ni
sobrevivieron. El empleo de cama caliente no
mostró ningún efecto en el proceso de
rizogénesis, por lo que no se justifica su uso.
Respecto del substrato, solo se observaron
diferencias significativas en el número de
raíces producidas, siendo más favorable
emplear aserrín. Finalmente, se observa una
marcada influencia del árbol madre en la
formación de raíces adventicias, lo que no
solo se manifiesta en la tasa de
enraizamiento (desde 6,7% a 80%), sino que
también en la cantidad y longitud de las
raíces desarrolladas.
112
Nombre científico: Nothofagus macrocarpa
(A.DC.) F.M.Vázquez & R.A.Rodr.
Nombre común: Roble de Santiago
(Fotografía: Gustavo Bolados, INIA)
ASPECTO GENERAL. Es un árbol que puede
alcanzar alturas de hasta 25 m, frondoso, de
follaje de color verde claro. El tronco es más
o menos cilíndrico, recto, de hasta 1,2 m de
diámetro y con ramas gruesas (Marticorena y
Rodríguez, 2003). Se ha considerado durante
mucho tiempo como una variedad de la
especie Nothofagus obliqua, denominada
como N. obliqua var. macrocarpa. Estudios
en la nomenclatura y sistemática del género
Nothofagus en Chile, establecieron el cambio
de nivel taxonómico de esta especie,
pasando a llamarse N. macrocarpa (Vásquez
y Rodríguez, 1999). Los mismos autores
señalan que
N. macrocarpa presenta
aspectos morfológicos que lo relacionan más
con N. alpina, que con N. obliqua. En árboles
adultos su corteza es gruesa y lisa; en árboles
jóvenes es cenicienta. Sus hojas son caducas,
simples, alternas, de 4 cm a 9 cm de largo,
aovadas o elípticas, romas o algo agudas en
el ápice, base cuneada, asimétrica, cara
inferior de la lámina pilosoglandulosa,
pecíolo y vainas primarias con pelos
ferrugíneos, margen ondulado-crenado,
dentado. Su flor masculina es solitaria, axilar,
pedicelada, perigonio más o menos piloso.
Inflorescencias femeninas trifloras, sobre
pedúnculos de 2 mm a 3 mm de largo.
Cúpula pilosa, 4-partida, de 1,5-2,2 cm de
largo; apéndices lamelares intrincados,
divididos, glandulosos ciliados.
Sus frutos, son nueces de 8 mm a 11 mm de
largo, la central bialada, las laterales
triangulares, trialadas.
DISTRIBUCIÓN Y HABITAT. N. macrocarpa
es una especie endémica de Chile y es
considerada como la más septentrional
dentro del rango de distribución del género
en América (Ormazábal y Benoit, 1987).
Presenta un área de distribución muy
restringida,
encontrándose
desde
la
Provincia de Valparaíso (32° 57´ LS), hasta la
Provincia de Colchagua (34° 51´ LS). En los
cerros de ambas cordilleras se distribuye
desde los 800 hasta los 2200 msnm
(Marticorena y Rodríguez, 2003). Los
bosques de roble de Santiago pertenecen a
la región del Bosque Caducifolio, sub-región
del Bosque Caducifolio Montano, en la
formación denominada Bosque Caducifolio
de Santiago (Gajardo, 1994). Según Donoso
(1993), pertenece al tipo forestal roblehualo,
sub-tipo
Bosques
Costeros
Septentrionales de roble o hualo.
ESTADO DE CONSERVACIÓN. Según la UINC
(2001) está en la categoría de Vulnerable.
SEMILLAS Y GERMINACION. No existen
antecedentes
sobre
tratamientos
pregerminativos para esta especie. Sin
embargo, Donoso (2006) recomienda aplicar
el pre-tratamiento usado para N. obliqua que
consiste en mantener las semillas en Acido
Giberélico por 48 h, que ofrece un 75% de
capacidad germinativa.
Al respecto, resultados de Infor (Protocolo 1)
señalan que semillas remojadas por 48 horas
113
en ácido giberélico al 2% logran una
capacidad de germinación de 58,3%, la que
resulta estadísticamente superior a la de
semillas testigo remojadas por el mismo
tiempo en agua, las que sólo germinan en un
31,6%. En cuanto a la energía germinativa y
periodo de energía, los valores para las
semillas tratadas son de 38% al día 13, y los
de la semilla testigo 18% al día 23 (Figura 27).
Nothogafus macrocarpa
70
Remojo en giberelina por 48 h
Remojo en agua por 48 h
Germinación (%)
56
42
28
14
0
1
3
5
7
9
11 13 15 17 19 21 23 25 27 29 31 33 35 37
Tiempo (días)
Figura N°27
GERMINACIÓN ACUMULADA DE SEMILLAS DE Nothofagus macrocarpa
REMOJADAS POR 48 HORAS EN ÁCIDO GIBERÉLICO AL 2% Y EN AGUA
VIVERIZACIÓN. Las plantas pueden ser
producidas
en
contenedores
de
aproximadamente 130 cm3 durante una
temporada (Donoso, 2006).
puede obtener plantas utilizables en plantación
en una temporada de viverización. En caso
contrario se deben despachar plantas 1:1 o 2:0
con poda de raíces.
Según López et al. (1986) la siembra debe
efectuarse entre septiembre y octubre,
utilizando 70 a 90 semillas por metro lineal de
hilera en las platabandas. Las plántulas
emergen 20 a 25 días después de la siembra y
normalmente no requieren sombreadero. Se
recomienda fertilizar con NPK, aplicando el
nitrógeno en la forma de salitre potásico, en
dos dosis equivalentes a 200 Kg/ha cada una. El
riego debe efectuarse en concordancia con las
condiciones
climáticas,
evitando
la
acumulación de agua que perjudica
considerablemente a las plantas. Si la siembra
es temprana y en condiciones adecuadas se
En cuanto a sustratos, los resultados de INFOR
(Protocolo 3) indican que en corteza de pino se
observó una emergencia máxima de 28%, la
que se inició 12 días después de la siembra. En
tierra de hoja la emergencia fue más lenta,
comenzando 16 días después de la siembra y
alcanzando un valor máximo de 21%. Sin
embargo tales valores no son estadísticamente
diferentes, como tampoco lo fueron la altura y
diámetro de cuello de las plantas cultivadas en
ambos sustratos y evaluadas a los tres meses
de edad (Cuadro 8).
114
Cuadro N° 8
EMERGENCIA, ALTURA Y DIÁMETRO DE CUELLO DE PLANTAS DE Nothofagus macrocarpa SEMBRADAS EN
CORTEZA DE PINO COMPOSTADA (CPC) Y TIERRA DE HOJAS (TH)
Emergencia de
plántulas (%)
TH
CPC
28
21
Velocidad de
emergencia (%)
TH
CPC
15
(día 25)
25
(día 17)
Altura a los 3
meses (cm)
TH
CPC
5,5
(A)
4,3
(A)
Diámetro de cuello a
los 3 meses (mm)
TH
CPC
1,26
(A)
1,19
(A)
Letras distintas entre valores de una misma variable indican diferencias significativas (alfa= 0,05)
115
Nombre científico: Nothofagus obliqua
(Mirb.) Blume
Nombre común: Roble
(Fotografía: Xxxxx)
ASPECTO GENERAL. Es un árbol de hojas
caducas que puede alcanzar hasta 40 m de
altura y más de 2 m de diámetro, de tronco
cilíndrico. Su corteza es gruesa y dura,
agrietada en placas grandes redondeadas
(Rodriguez et al., 1983). Sus hojas son
lanceoladas hasta ovaladas, con base
asimétrica y el borde doblemente aserrado y
algo ondulado (Donoso, 1978). Sus frutos,
corresponden a cúpulas de cuatro valvás, con
tres nueces (semillas aladas) en el interior
dos triangulares y una plana, de tamaño
mediano.
DISTRIBUCIÓN Y HABITAT. Roble crece
desde Valparaíso hasta Llanquihue, en ambas
cordilleras y en el Valle Central. También en
Argentina. Habita áreas con suelos
profundos y fértiles. Especie común en los
Tipos Forestales; Roble-Hualo, Roble-RaulíCoihue, Ciprés de la Cordillera y Araucaria
(Stark, 2007). Entre los 38° y 41° 30’ LS, crece
en el llano central, sólo como árboles
aislados.
SEMILLAS Y GERMINACION. Al igual que
otros Nothofagus, roble exhibe una
fructificación cíclica. En los años de buena
producción de semillas, éstas se colectan
desde febrero hasta abril, colocando lonas o
plástico bajo los árboles (López et al., 1986).
La separación de las semillas se efectúa con
calor, por exposición al sol o disponiéndolas
en horno a 30°C a 40°C por 6 a 8 h.
Aunque las semillas tienen en promedio 6
mm de largo, estas varían en tamaño de
norte a sur (Donoso, 1979). El número de
semillas por kilogramo fluctúa entre 41.000 a
143.000 (Donoso y Cabello, 1978). Para
acelerar la germinación se recomienda la
estratificación en arena húmeda, debido a
que ha resultado ser un método de bajo
costo y bastante eficiente, con el que la
capacidad germinativa aumenta a 59% .Otro
método de buenos resultados es el remojo
de las semillas en ácido giberélico por 48 h,
que ofrece un 75% de capacidad germinativa
(Donoso, 2006).
Ensayos de germinación en laboratorio
efectuados por Donoso y Cabello (1978)
indican capacidades de germinación de 20%
a 68% para semillas sin pretratamiento,
mientras que semillas estratificadas durante
60 días en arena húmeda, exhiben valores
con mayor amplitud, de 10,6% a 86,6%.
Otros ensayos de germinación efectuados
por INFOR (Protocolo 1) comparan los
resultados obtenidos por semillas tratadas
con un remojo de 48 horas en ácido
giberélico al 2% versus semillas testigo
remojadas en agua por el mismo tiempo.
Concluye la existencia de diferencias
estadísticamente significativas a favor de las
semillas tratadas, las cuales logran una
116
capacidad de germinación de 53,3% contra
33,3% del testigo. Los valores de energía
germinativa y periodo de energía también
son significativamente favorables a las
semillas tratadas, las cuales obtienen una
tasa máxima de germinación de 29,3% al día
23, mientras que en el testigo estos valores
llegan sólo a 13,8% y recién al día 36 (Figura
28).
Nothofagus obliqua
60
Remojo en agua por 48 h
Remojo en giberelina por 48 h
Germinación (%)
48
36
24
12
0
1
3
5
7
9 11 13 15 17 19 21 23 25 27 29 31 33 35 37 39 41
Tiempo (días)
Figura N° 28
GERMINACIÓN ACUMULADA DE SEMILLAS DE Nothofagus obliqua
REMOJADAS POR 48 HORAS EN ÁCIDO GIBERÉLICO AL 2% Y EN AGUA
VIVERIZACIÓN. Las plantas se producen en
contenedores de aproximadamente 130 cm3
durante una temporada (Donoso, 2006).
Según López et al. (1986) la siembra debe
efectuarse entre septiembre y octubre,
utilizando 70 a 90 semillas por metro lineal de
hilera en las platabandas. Las plántulas
emergen 20 a 25 días después de la siembra y
normalmente no requieren sombreadero. Se
recomienda fertilizar con NPK, aplicando el
nitrógeno en la forma de salitre potásico, en
dos dosis equivalentes a 200 Kg/ha cada una. El
riego debe efectuarse en concordancia con las
condiciones
climáticas,
evitando
la
acumulación de agua que perjudica
considerablemente a las plantas. Si la siembra
es temprana y en condiciones adecuadas se
puede obtener plantas utilizables en plantación
en una temporada de viverización. En caso
contrario se deben despachar plantas 1:1 o 2:0
con poda de raíces.
Respecto al uso de sustratos INFOR (Protocolo
3) compara los resultados de usar corteza de
pino compostada y tierra de hojas,
concluyendo la existencia de diferencias
estadísticamente significativas a favor de la
tierra de hojas en lo que respecta a porcentaje
de emergencia de plántulas.
Si bien la emergencia de plántulas se inició
antes en corteza (día 8) , a partir del día 18 la
emergencia acumulada en tierra de hojas
supera a la de corteza.
117
Respecto a parámetros de crecimiento de las
plantas, no se observó diferencias significativas
entre sustratos (cuadro).
Cuadro N°9
EMERGENCIA, ALTURA Y DIÁMETRO DE CUELLO DE PLANTAS DE NOTHOFAGUS OBLIQUA SEMBRADAS EN
CORTEZA DE PINO COMPOSTADA (CPC) Y TIERRA DE HOJAS (TH)
Emergencia de
plántulas (%)
TH
CPC
65,3
(B)
37
(A)
Velocidad de
emergencia (%)
TH
CPC
75
(día 25)
43
(día 23)
Altura a los 3
meses (cm)
TH
CPC
4,8
(A)
4,9
(A)
Diámetro de cuello a
los 3 meses (mm)
TH
CPC
1,31
(A)
1,14
(A)
Letras distintas entre valores de una misma variable indican diferencias significativas (alfa= 0,05)
118
5.13 PROTEACEAE
Nombre científico: Lomatia hirsuta (Lam.)
Diels ex MacBride
Nombre común: Radal, Raral, Ralral, Nogal
silvestre.
(Fotografía: Gustavo Bolados, INIA)
ASPECTO GENERAL. El radal es un árbol
monoico, pequeño, de 3 m a 5 m de altura
en su distribución norte y de hasta 15 metros
desde la provincia de Cautín hacia el sur.
Posee copa globosa con ramas largas y
flexibles. Su corteza es delgada, gris y
ligeramente rugosa. Las hojas son simples,
alternas con lámina aovada, margen
aserrado, redondeadas en el ápice, de 4-12
cm x 3-5 cm; La cara superior es oscura,
ligeramente pubérula y lustrosa; la inferior
más clara y glabra, con la nervadura muy
marcada y un pecíolo estriado y pubescente
de 1,5 cm a 3 cm de largo. La variabilidad en
tamaño y forma de sus hojas es notable,
pudiéndose observar distinto tipos en una
misma rama. Presenta inflorescencias
axilares con 8 a 16 flores cada una. Las flores
son hermafroditas, asimétricas, pediceladas,
con ovario súpero, estigma anaranjado de
bordes carnosos; con cuatro tépalos
pubescentes y 4 estambres sésiles insertos
cada uno en una concavidad del tépalo. Las
flores son de color amarillo verdoso
Su fruto es un folículo subleñoso de 2 cm 3,5
cm de largo, que después de la dehiscencia
permanece seco y adherido al árbol durante
largo tiempo. Las semillas son abovadas, muy
numerosas, de 6 mm x 4 mm, de color café, y
provistas de un ala membranosa (Rodríguez
et al., 1983).
DISTRIBUCIÓN Y HABITAT. Se distribuye en
Chile
entre
Coquimbo
y
Chiloé,
especialmente en los faldeos de ambas
cordilleras, entre los 150 y 1.200 msnm.
Crece bajo variadas condiciones, tanto en el
bosque como fuera de él, formando a veces
manchas puras de pequeña extensión
(Rodríguez et al., 1983).
FENOLOGÍA. Florece entre Octubre y
Diciembre y sus frutos maduran entre Enero
y Febrero
USOS. La madera blanda, ligeramente
elástica y liviana se emplea en mueblería
fina. La corteza contiene taninos que se usan
para teñir de color café.
119
SEMILLAS Y GERMINACIÓN. Las semillas por
kilogramo, fluctúan entre 142.000 y 242.000,
dependiendo de la latitud (Donoso y Cabello
1978; Escobar, 1986). La semilla de radal
requiere de estratificación fría en arena
húmeda a 4°C para mejora su germinación.
En ensayos de laboratorio, Donoso y Escobar
(1986) determinan que un período de
estratificación de 45 días permite obtener
una capacidad germinativa de 52,7% a los 30
días de establecido el ensayo. En ensayos
establecidos en vivero, los mismos autores
mencionan una capacidad germinativa
superior a la obtenida en laboratorio,
alcanzando hasta 63,3% para semilla
estratificada en arena húmeda por 45 días.
VIVERIZACIÓN. Se recomienda efectuar la
siembra durante la primera quincena de
septiembre, usando semillas previamente
estratificadas por 45 días y sustrato normal
de vivero compuesto de suelo local, arena y
compost o tierra de hoja, en proporción de
1:1:1. El uso de sustratos orgánicos o
arenosos, como los descritos previamente,
no solo reducen la germinación sino que
también aumentan considerablemente la
mortalidad de plantas. Esta alcanza al 30% en
sustrato orgánico y a 91% en arenoso. En
contraste, en sustrato normal de vivero, la
mortalidad observada fue sólo de 3,6%.
120
5.14 ROSACEAE
Nombre científico: Kageneckia angustifolia D.
Don
Nombre común: Frangel, Olivillo de cordillera.
(Fotografía: Gustavo Bolados, INIA)
ASPECTO GENERAL. El frangel es una especie
semi-decídua de verano, que forma un dosel
muy abierto, y que rara vez alcanza el suelo
(Peñaloza et al., 2001). Se la menciona como
una especie entomófila, registrándose una
treintena de insectos que visitan sus flores.
DISTRIBUCIÓN Y HABITAT. Es un árbol dioico,
endémico de la zona mediterránea de Chile
central. Se distribuye entre las regiones de
Coquimbo y el Maule, principalmente en
laderas asoleadas de la Cordillera de Los Andes
y de la Costa, entre los 1.500 a 2.200 msnm
(León, 2003).
FENOLOGÍA. Su floración ocurre entre los
meses de Noviembre y mediados de
Diciembre. La semillación comienza a
mediados de Febrero prolongándose hasta
finales de Abril.
ESTADO DE CONSERVACIÓN. Vulnerable,
principalmente en las regiones de Coquimbo,
Valparaíso y Metropolitana (UICN, 2001).
USOS. Se usa para obtener leña y para
controlar erosión en zonas de altura (Motoki et
al., 1998).
SEMILLAS Y GERMINACIÓN. Las semillas son
aladas se encuentran contenidas en un penta-
folículo que se puede cosechar en febrero
(Donoso y Cabello, 1978; Motoki et al., 1998) o
entre noviembre y diciembre (Peñaloza et al.,
2001). Se contabilizan entre 147.500 y 294.000
semillas en un kilogramo (Donoso y Cabello,
1978; Motoki et al., 1998). Las semillas
almacenadas en bolsas de papel en un lugar
fresco, pueden mantener su viabilidad al
menos por 2 años (Peñaloza et al., 2001).
Antes de su siembra se recomienda remojar las
semillas en agua fría durante cuatro días. La
germinación es epigea y comienza a
manifestarse a partir del segundo día después
de la siembra, alcanzando valores de hasta 84%
(Motoki et al., 1998). Ensayos de germinación
en laboratorio, efectuados con semillas sin
pretratamiento, en germinadora Jacobsen,
permiten obtener un 61% de germinación,
señalándose que estas semillas presentan una
buena respuesta a la estratificación (Donoso y
Cabello, 1978).
En ensayos de germinación efectuados por
INFOR (Protocolo 1), semillas remojadas por un
día en agua germinaron en un 88,3%, sin
diferenciarse significativamente de otras
remojadas por 4 días en agua, las que
germinaron en un 98,3% (figura).
121
Kageneckia angustifolia
100
80
Germinación (%)
Remojo en agua por 1 d
Remojo en agua por 4 d
60
40
20
0
1
3
5
7
9
11
13
15 17 19
Tiempo (días)
21
23
25
27
29
31
Figura N° 29
GERMINACIÓN ACUMULADA DE SEMILLAS DE Kageneckia angustifolia
REMOJADAS POR 1 Y 4 DÍAS EN AGUA
VIVERIZACIÓN. Las semillas pre-tratadas en
agua fría, se siembran a fines de invierno, en
sustrato compuesto por una mezcla de tierra
común, compost de hoja de eucalipto y arena
en proporción volumétrica de 3:2:1. (Motoki et
al., 1998). También puede sembrarse en
sustrato de corteza de pino compostada.
Antecedentes aportados por Peñaloza et al.
(2001) permiten concluir que la viverización de
esta especie requiere de sombra rala, al menos
en sus etapas iniciales. En efecto bandejas
sembradas y dispuestas en terreno bajo la
sombra de individuos de frangel y otras sin
cobertura expresaron distintos porcentajes de
germinación, la que en el primer caso alcanzó
cerca del 70%, mientras que en el segundo sólo
se logró alrededor de un 20%.
Respecto a sustratos de viverización, ensayos
establecidos por INFOR (Protocolo 3)
concluyen que no existen diferencias
significativas entre la corteza de pino
compostada y la tierra de hojas, en términos
de emergencia y crecimiento inicial de plantas
de K. angustifolia en vivero. Tales ensayos
indican una emergencia de 64,6% en corteza, la
que se inició 5 días después de la siembra. En
corteza la emergencia comenzó 10 días
después de la siembra y alcanzó un 53,5%
(cuadro).
Cuadro N° 10
EMERGENCIA, ALTURA Y DIÁMETRO DE CUELLO DE PLANTAS DE Kageneckia angustifolia SEMBRADAS EN
CORTEZA DE PINO COMPOSTADA (CPC) Y TIERRA DE HOJAS (TH)
Emergencia de
plántulas (%)
TH
CPC
53,4
(A)
65,3
(A)
Velocidad de
emergencia (%)
TH
CPC
61
(día 26)
103
(día 16)
Altura a los 3
meses (cm)
TH
CPC
3,6
(A)
3,5
(A)
Diámetro de cuello a
los 3 meses (mm)
TH
CPC
0,77
(A)
0,79
(A)
Letras distintas entre valores de una misma variable indican diferencias significativas (alfa= 0,05)
122
Nombre científico: Quillaja saponaria (Molina)
Nombre común: Quillay
(Fotografía: Gustavo Bolados, INIA)
ASPECTO GENERAL. El quillay es un árbol
perennifolio de hasta 15 m de altura. Es una
especie polígama-monoica o hermafrodita,
con
corteza
cenicienta
rasgada
longitudinalmente. Sus hojas son perennes,
simples, alternas coriáceas de 2-4 cm x 1-2,5
cm, elípticas, lustrosas, con margen entero o
ligeramente denticulado y con pecíolo corto
de 2 mm de longitud. Sus flores son blancas,
dispuestas generalmente en pequeños
corimbos terminales o bien aisladas o sobre
pedúnculos axilares. El fruto es un
pentafolículo
bivalvo
de
apariencia
estrellada, de 2 cm a 5 cm de diámetro, los
cuales permanecen adheridos al árbol, secos
y abiertos, por largo tiempo. Las semillas son
numerosas comprimidas, de 5-7 cm x 1-2 cm
y provistas de un ala membranosa
(Rodríguez et al., 1983).
DISTRIBUCIÓN Y HABITAT. Es endémico de
Chile donde presenta una amplia
distribución, desde la provincia de Limarí en
la región de Coquimbo, hasta la provincia del
Bío-Bío, en la zona litoral, central y andina,
en rango altitudinal que fluctúa entre 15 y
1.600 msnm. (Rodríguez et al., 1983; Luna,
2006). En el valle central crece en lugares
asoleados y en los faldeos de cerro
relativamente secos y con escasa vegetación.
En la precordillera y en su límite altitudinal
forma parte del bosque mixto como especie
secundaria. En su extensa distribución se le
encuentra en climas secos y cálidos y
también en otros más frescos y húmedos,
con precipitación media anual de 200 a 1.500
mm, pudiendo soportar nieve y heladas.
FENOLOGÍA: Florece entre Octubre y Enero;
y sus frutos maduran entre Marzo y Abril.
ESTADO
DE
CONSERVACIÓN.
Como
consecuencia de sus usos, la especie ha sido
severamente explotada, su distribución ha
sido alterada, ha quedado relegada a
sectores de difícil acceso, y se ha reducido la
cobertura y densidad de sus formaciones, las
que normalmente no sobrepasan de 30
individuos por hectárea (INFOR, 2000). Aun
así, según la UICN (2001), el estado de
conservación del quillay corresponde a la
categoría de más bajo riesgo, donde se
incluyen taxones ampliamente distribuidos.
USOS. Esta especie arbórea posee gran valor
económico y utilidad debido a la diversidad
de productos que puede generar y las
aplicaciones en que se puede utilizar, entre
ellos; uso en medicina popular, apicultura,
producción de tierra de hoja, arborización
urbana, cortinas cortaviento, artesanías,
carbón y leña. No obstante, el producto más
importante a nivel comercial es la saponina,
la que compone el 4% del peso de su corteza.
Diversos usos farmacéuticos e industriales,
entre los que se destaca sus propiedades
inmunológicas que permite utilizarla en
control y prevención de enfermedades
infecciosas y autoinmunes. También poseen
propiedades de agente espumante y
emulsificante que la hace útil en la industria
cosmética, elaboración de champúes,
producción de bebidas y preparación de
películas fotográficas. Se puede usar como
pesticida biológico para control de hongos y
123
nemátodos; disminuye el colesterol en
animales; neutralizan olores en criaderos de
animales domésticos; son de utilidad en la
biodegradación de grasas y en tratamiento
de
efluentes
orgánicos;
procesos
electrolíticos y otras (Luna, 2006; Prehn et
al., 2003).
SEMILLAS Y GERMINACIÓN. El quillay en
forma natural se propaga tanto por semillas
como por rebrotes de tocón. Sin embargo,
debido al sobrepastoreo y a otros factores de
degradación del suelo, es raro encontrar
regeneración natural de semillas, la que solo
se presenta si el suelo está suficientemente
mullido (INFOR, 2000). El número de semillas
por kilogramo es de aproximadamente
138.000, registrándose valores entre 120.000
y 250.000. Vita (1974, cit por INFOR, 2000)
menciona que la semilla no requiere
tratamiento pregerminativo, que presenta
buena viabilidad y que puede almacenarse
sin problemas por más de un año. El mismo
autor evaluó la capacidad germinativa de 10
lotes de semillas obtenidos entre Coquimbo
y La Araucanía, observando que este
parámetro fluctuó entre 22 y 80%. Por su
parte, Donoso y Cabello (1978) mencionan
un 90% de capacidad germinativa en ensayos
de 40 días en laboratorio, establecidos en
germinadora Jacobsen, con semillas sin
pretratamiento. Es frecuente que las semillas
de quillay se sometan de igual forma a
tratamientos pregerminativos para acelerar y
homogenizar su germinación. López et al.,
(1986) mencionan estratificación fría
húmeda por 15 días, o remojos en agua fría
por 72 h, como procedimientos que
permiten obtener entre un 13 y 71% de
germinación.
VIVERIZACIÓN. Los frutos se cosechan en
abril, directamente desde el árbol, o en lonas
dispuesta debajo de estos. Para extraer las
semillas desde los frutos, estos se pueden
secar al sol o en hornos a 40°C por 6 a 8 h.
Posteriormente para eliminar las alas de las
semillas estas se frotan manualmente. La
época de siembra tiene efecto determinante
en la germinación y desarrollo final de las
plantas de quillay.
Valenzuela (2007) menciona que con las
siembras efectuadas en los meses de junio,
julio y agosto se obtienen las capacidades
germinativas más elevadas, sugiriendo
descartar las siembras de primavera
(septiembre, octubre), por cuanto los
resultados en germinación y desarrollo
posterior de las plantas son muy inferiores.
INFOR (2000) recomienda como época de
siembra los meses de agosto a octubre. De
esta manera, en primavera la planta tendrá
un sistema radicular suficientemente
profundo para obtener el agua necesaria
para su desarrollo.
Por su parte, Vita (1974, cit. Por INFOR,
2000) recomienda sembrar en contenedores
durante otoño o primavera, con semilla sin
tratamiento pregerminativo, evitando los
meses de invierno que son los que sugiere
Valenzuela (2007) para hacer la siembra.
La producción de plantas puede efectuarse a
raíz desnuda en platabandas, situación que
permite un rápido crecimiento y obtener
plantas en una temporada. Sin embargo, el
desempeño de estas plantas en terreno es
deficiente, su prendimiento es bajo y
requieren riego durante el verano. INFOR
(2000)
recomienda
utilizar
plantas
producidas en macetas, ya que tienen un
mayor porcentaje de prendimiento y
desarrollo en altura, especialmente durante
el primer año. Para este efecto, se pueden
producir las plantas a raíz cubierta en
contenedores, ya sea por siembra directa de
2 a 3 semillas por contenedor, o mediante la
preparación de almácigos y posterior repique
al contenedor definitivo cuando la planta
forme sus primeras 2 a 3 hojas verdaderas.
Respecto al repique, Valenzuela (2007)
establece que este incide directamente en la
supervivencia
de
las
plántulas,
124
recomendando realizarlo antes del mes de
octubre
para retener agua durante la estación de
mayor temperatura.
Respecto a los cuidados culturales, se
recomienda mantener cierta sombra hasta
mediados de febrero (López et al., 1986). El
riego se debe efectuar en función de las
condiciones climáticas. El sustrato debe
fertilizarse con NPK y posteriormente
complementar la fertilización con aspersión
de abonos foliares completos durante los
meses de diciembre, enero y febrero (López
et al., 1986).
De acuerdo con los resultados de ensayos de
enraizamiento de estacas publicados por
Santelices y Bobadilla (1997), el quillay tiene
facilidad para formar raíces adventicias. Los
autores instalaron ensayos de enraizamiento
con estacas de árboles de 20 años, las cuales
fueron obtenidas desde la parte más baja de
la copa y correspondiente al último periodo
de
crecimiento.
El
porcentaje
de
enraizamiento registrado fue de 45% en
estacas tratadas con 5.000 ppm de AIB,
mientras que sin esta estimulación sólo
alcanza 27%. Al usar dosis más altas, de
10.000 y 20.000 ppm de AIB, el porcentaje
de enraizamiento llega a 39% y 22%,
respectivamente.
Las plantas de quillay se encuentran
adecuadas para despacharlas a plantación
cuando alcanzan 25 cm a 30 cm de altura,
con un diámetro de cuello mayor a 5 mm y
un sistema radicular bien desarrollado
(Duchens, 2000, cit. Por Valenzuela, 2007).
Las plantas producidas en contenedores
alcanzan hasta 35 cm de altura en una
temporada de viverización, logrando un
tamaño adecuado para plantación en 6 a 12
meses (INFOR, 2000).
PROPAGACIÓN VEGETATIVA. De acuerdo
con Mera (1990), el quillay puede ser
propagado mediante enraizamiento de
estacas. Este autor ensayó diferentes
combinaciones de sustratos, época de
enraizamiento, lugar de enraizamiento y tipo
de enraizante, sobre estacas obtenidas desde
plantas juveniles de 4 años de edad,
obteniendo porcentajes de supervivencia
entre 16,7 y 91,7%. Los mejores resultados
los obtiene con estacas instaladas en
invierno, en invernadero, usando como
sustrato arena o arcilla y tratándolas con
ácido indolbutírico (AIB) como enraizante.
Las estacas sin estimulación hormonal
también sobreviven en alta proporción en
estas mismas condiciones, sin embargo
atendiendo a los atributos morfológicos de
las raíces adventicias, el autor concluye que
de todas formas es conveniente la
estimulación con AIB. Análogamente,
privilegia el uso de arcilla en vez de arena
como sustrato, pues este último es deficiente
Respecto a otras formas de propagación
vegetativa de quillay, se menciona que esta
especie no responde a la injertación
mediante técnicas de aproximación,
hendidura y yema (Mera, 1990).
MICROPROPAGACIÓN. Quillay puede ser
multiplicado in vitro mediante técnicas de
organogénesis somática (Prehn et al.,2003).
A partir de las plántulas generadas obtienen
explantes de 2 a 3 internudos que instalan en
un medio de establecimiento. Para inducir la
multiplicación de brotes laterales, cultivan
durante un mes los explantes establecidos
inicialmente, en un medio de multiplicación
suplementado con 1 mg/L de la citoquinina
bencilaminopurina (BAP), obteniendo una
tasas de multiplicación 3 veces superior, en
un mes. Tras la multiplicación de brotes,
estos son enraizados en un nuevo medio de
cultivo, donde no se considera hidrolizado de
caseína y se adiciona 0,1mg/L de la auxina
acido indolbutírico, lo que les permite
obtener un 59% de enraizamiento.
La vitroplantas enraizadas se vuelve a
disponer en frascos con el medio de
establecimiento original, para después iniciar
su proceso de aclimatación y endurecimiento
125
en contenedores con vermiculita. Las plantas
en contenedores con vermiculita, se
disponen inicialmente por dos meses en
cámara de cultivo con alta humedad relativa
(90%), que se disminuye gradualmente
durante este periodo hasta 50%, tras lo cual
las plantas se trasladan a invernadero.
Durante este proceso experimentan un 24%
de mortalidad en cámara, principalmente
por deshidratación, y un escaso 4% adicional
de mortalidad en invernadero. Seis meses
después de establecidas en invernadero las
plantas micropropagadas presentan un
tamaño de 20 a 70 cm, hojas verdes y
crecimiento activo.
126
5.15 SALICACEAE
Nombre científico: Azara microphylla Hook
Nombre común: Chinchín
www.florachilena.cl
ASPECTO GENERAL. El chinchín es un
arbusto o árbol pequeño de hasta 5 m a 8 m
de altura. Posee un tronco delgado con
ramas cenicientas y ramitas café oscuro y
pubescentes. Sus hojas son perennes,
simples, alternas, pecioladas y lustrosas; con
lámina de 0,8-1,5 cm x 0,4-0,8 cm, ápice
obtuso y borde entero, aunque en las hojas
jóvenes es denticulado; las hojas poseen una
estípula foliosa perenne de 5 mm de
diámetro. Sus flores son hermafroditas,
amarillo-verdosas y fragantes; se disponen
en grupos de 3 a 5 en corimbos axilares
cortos. Su fruto es una baya globosa de 3
mm a 5 mm de diámetro, de color
amarillento que se torna rojiza oscuro en la
madurez, y con el estilo persistente en el
ápice (Rodríguez et al., 1983; chileflora,
2011).
DISTRIBUCIÓN Y HABITAT. Es una especie
endémica de los bosques subantárticos.
Tiene una distribución discontinua, con
poblaciones en Fray Jorge, en la región de
Coquimbo, y posteriormente desde la
provincia de Ñuble en la región del Bío Bío
hasta el norte de Chiloé, en la región de Los
Lagos. En esta área se desarrolla
principalmente en los faldeos de ambas
cordilleras y a orillas de cursos de agua
dentro del bosque húmedo.
FENOLOGÍA. Florece de Diciembre a Marzo.
USOS. Tiene
ornamental.
potencial
como
especie
SEMILLAS
Y
GERMINACIÓN.
Buena
germinación, entre 60 y 80% (chileflora,
2011)
VIVERIZACIÓN.
Se
propaga
por
enraizamiento de estacas semileñosas en
verano.
127
5.16 ZYGOPHYLLACEAE
Nombre científico: Porlieria chilensis Johnst.
Nombre común: Guayacán, Palo santo
(Fotografía: Gustavo Bolados, INIA)
ASPECTO GENERAL. El guayacán es un
arbusto o árbol pequeño, perennifolio, que
alcanza alturas de 3m a 5 m. Posee un tronco
de hasta 20 cm de diámetro, que se ramifica
desde cerca de la base, con ramas gruesas,
tortuosas, de color gris a gris-ceniciento y
copa globosa. Sus hojas son siempreverdes,
opuestas,
casi
sésiles,
compuestas
paripinadas con 6 a 10 pares de foliolos; los
cuales son pequeños, subcoriáceos, lineares
a linear oblongos, con margen entero y ápice
obtuso a ligeramente mucronado. Las flores
son hermafroditas, solitarias, axilares, de
color violáceo a morado oscuro. Su fruto es
una cápsula morada, dehiscente, formada
por 4 a 5 lóbulos muy marcado, en cuyo
interior se encuentran numerosas semillas
(Rodríguez et al., 1983; Hechenleitner et al.,
2005).
DISTRIBUCIÓN Y HÁBITAT. Es endémico de
Chile, donde crece desde las provincias de
Limarí y Elqui, en la Región de Coquimbo,
hasta la provincia de Colchagua en la Región
de O’Higgins, desde el nivel del mar hasta los
1.300 msnm, especialmente en los faldeos
cordilleranos, en lugares secos, asoleados y
en las pendientes rocosas de los cerros
(Rodríguez et al., 1983; Hechenleitner et al.,
2005). Es una especie intolerante y de
crecimiento lento, que puede soportar la
insolación intensa cuando dispone de un
abastecimiento de agua adecuado (Noton,
1987).
FENOLOGÍA. Según Cabello (1987) florece
entre Septiembre y Octubre y sus frutos
maduran entre Diciembre y Febrero, o entre
Enero y Marzo.
ESTADO DE CONSERVACIÓN. Debido a su
tala indiscriminada y al sobrepastoreo por
ganado caprino el estado de conservación
del guayacán se clasifica en la categoría
Vulnerable, tanto a nivel nacional (Benoit,
1989, cit. por González, 2008), como en la
región de Coquimbo (Arancio et al., 2001;
Squeo et al., 2001, citados por González,
2008). Sin embargo, de acuerdo con
Hechenleitner et al. (2005) el estado de
conservación del guayacán se clasifica en la
categoría datos Insuficientes, siendo
necesario investigar la distribución completa
de la especie para realizar una correcta
clasificación. Se trata de una especie
frecuente, con gran capacidad para
regenerarse mediante rebrote, pero cuyas
sub-poblaciones normalmente presentan
pocos individuos. Gran parte de su hábitat ha
sido fuertemente modificado o totalmente
destruido por el fuego, pastoreo caprino y la
conversión
hacia
tierras
agrícolas,
particularmente en los últimos años para la
producción de palta. Varias sub-poblaciones
están protegidas en los Parques Nacionales
128
Fray Jorge y La Campana y en la Reserva
Nacional Las Chinchillas (Hechenleitner et al.,
2005; Vita et al., 2008).
USOS. Su madera se utilizó en el pasado para
elaborar herramientas de labranza; en la
actualidad es muy apreciada para la
confección de artesanía, permitiendo
obtener finas piezas, en que se saca partido
de la diferencia de coloración entre su albura
amarillenta y su duramen café oscuro a
verde oliváceo; como la mayoría de las
especies leñosas de zonas semiáridas el
guayacán es utilizado como combustible,
situación que contribuye en forma
importante a la degradación del recurso.
Posee algunas aplicaciones medicinales y se
le señala como una planta tintórea que
permite teñir de amarillo tejidos de lana y
algodón (Noton, 1987). González (2008)
sugiere que puede usarse con fines
ornamentales y apícolas.
SEMILLAS Y GERMINACIÓN. Las semillas de
guayacán se encuentran en una cantidad de
7.600 a 17.000 unidades por kilogramo. Un
kilogramo de frutos contiene del orden de
5.000 frutos, de los cuales se puede obtener
aproximadamente 755 g de semilla limpia
(Donosos y Cabello, 1978; Cabello, 1987).
Para Porlieria angustifolia, una especie muy
emparentada con el guayacán chileno,
Everitt (1983) señala que sus semillas no
presentan mecanismos de latencia, que se
obtiene una adecuada capacidad germinativa
a 25°C y que su viabilidad no decrece
significativamente después de un año de
almacenamiento. De los estudios de Silva y
Jaksic (2000) se desprende que las semillas
de P. chilensis no requieren escarificación
química y que este tratamiento sería
negativo, por cuantos aquellas que han
pasado por el tracto digestivo de zorros, ven
reducida su capacidad germinativa y
viabilidad en un 66 y 48%, respectivamente,
en relación a lotes testigos sin
pretratamiento.
Cabello (1987) menciona que si bien la
semilla sin pretratamiento exhibe una
adecuada
capacidad
germinativa
al
sembrarla en vivero, en ensayos de
laboratorio
no
obtuvo
germinación.
Hechenleitner et al. (2005) recomiendan
remojar estas semillas en agua caliente por
30 min, lo que les permite obtener una
capacidad germinativa superior a 50% al
sembrarlas en arena.
VIVERIZACIÓN. En condiciones naturales la
regeneración natural del guayacán por
semillas es prácticamente inexistente,
debido al elevado grado de erosión de los
suelos donde habita, sin embargo, la especie
presenta una alta capacidad para
regenerarse
naturalmente
en forma
vegetativa (Vita et al., 2008). Por el contario,
para efectos de viverización y propagación
artificial,
el
guayacán
se
propaga
fundamentalmente por semillas y no existen
antecedentes respecto a su multiplicación
vegetativa por estacas (Hechenleitner et al.,
2005). Vita et al. (2008) hace referencia a
ensayos de enraizamiento en la Reserva
Nacional Las Chinchillas, indicando que no se
han obtenido resultados.
Para efectos de viverización se debe colectar
la semilla entre diciembre y febrero. Las
semillas previamente remojadas en agua
caliente por media hora se deben sembrar
en primavera, en forma superficial, a una
profundidad no mayor a 1 cm, sobre un
sustrato arenoso que se debe mantener bajo
riego moderado (Everitt, 1983; Cabello,
1987; Hechenleitner et al., 2005). Las
plántulas crecen entre 5 cm a 15 cm en la
primera temporada de vivero, requiriéndose
dos temporadas para obtener plantas
apropiadas para establecerlas en terreno
(Cabello, 1987). De acuerdo con Vita et al.
(2008) las plantas de vivero deben
producirse en macetas o contenedores
individuales y pueden despacharse a terreno
con una altura mínima de 20 cm y un
diámetro de cuello superior a 3 mm.
129
VI.
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